BAHAN DAN METODE. Alat dan Bahan

Transkripsi

1 6 Lengkung Henle menjaga gradien osmotik dalam pertukaran lawan arus yang digunakan untuk filtrasi. Sel yang melapisi tubulus memiliki banyak mitokondria yang menghasilkan ATP dan memungkinkan terjadinya transpor aktif untuk menyerap kembali glukosa, asam amino, dan berbagai ion mineral. Sebagian besar air (97.7%) dalam filtrat masuk ke dalam tubulus konvulasi dan tubulus kolektivus melalui osmosis. Cairan mengalir dari tubulus konvulasi distal ke dalam sistem pengumpul yang terdiri atas tubulus penghubung, tubulus kolektivus kortikal dan tubulus kolektivus medularis. Tubulus konvulasi distal bersinggungan dengan arteri aferen disebut aparatus juxtaglomerular, mengandung macula densa dan sel juxtaglomerular. Sel juxtaglomerular adalah tempat terjadinya sintesis dan sekresi renin. Cairan menjadi makin kental di sepanjang tubulus dan saluran untuk membentuk urin, yang kemudian dibawa ke kandung kemih melewati ureter. Urin merupakan jalur utama ekskresi sebagian besar bahan toksik, akibatnya ginjal mempunyai aliran darah yang tinggi mengkonsentrasi bahan toksik pada filtrat, membawa bahan toksik melalui sel tubulus dan mengaktifkan bahan toksik tertentu. Oleh karena itu, ginjal adalah organ sasaran utama dari efek toksik. Semua bagian nefron secara potensial dapat dirusak oleh bahan toksik (Lu 995). Perubahanperubahan pada ginjal dapat berlangsung di dalam glomerulus, tubuli, interstitium dan pembuluh darah (Ressang 984). Akibat terjadinya absorbsi dan sekresi aktif tubulus proksimal, kadar bahan toksik pada tubulus proksimal sering lebih tinggi. Selain itu, kadar sitokrom P45 pada tubulus proksimal lebih tinggi untuk mendetoksifikasi atau mengaktifkan bahan toksik (Lu 995). Perubahanperubahan di ginjal dapat terlihat secara mikroskopik adalah degenerasi epitel sederhana hingga nekrosa. Infiltrasi sedikitsedikit selsel radang di dalam glomerulus atau interstitium dapat mempersulit diagnosis. Urea dalam darah (ureum) merupakan hasil metabolisme protein dengan deaminasi asam amino dan dikeluarkan melalui ginjal. Tahap pembentukannya adalah sebagai berikut: CO NH Ornitin Sitrulin H O H O Arginin urea Ada beberapa kelainan yang umum terjadi pada beberapa penyakit ginjal. Sering kali pada beberapa jenis penyakit ginjal ditemukan adanya protein dalam urin, leukosit, sel darah merah dan silinder, yaitu potonganpotongan protein yang mengendap di tubulus dan didorong oleh urin ke vesika urinaria. Akibat penyakit ginjal yang lainnya ialah hilangnya kemampuan pemekatan atau pengenceran urin, uremia (urea dalam darah), asidosis (penurunan kemampuan ginjal untuk mengekskresikan asamasam pencernaan dan metabolisme) dan retensi Na (Ganong ). Pemeriksaan ureum dengan menggunakan beberapa metode telah berkembang pesat. Sejak menggunakan enzim urease sampai dengan beberapa prosedur seperti urograf dan bunograf yang menggunakan metode kromatografi yang sangat peka terhadap suhu. Fungsi ginjal dapat dievaluasi dengan berbagai uji laboratorium secara mudah. Langkah awal dimulai dengan pemeriksaan urinalisis lengkap, termasuk pemeriksaan sedimen kemih. Berbagai informasi penting mengenai status fungsi ginjal dapat diperoleh dari urinalisis. Pengukuran Blood Urea Nitrogen (BUN) dan kreatinin serum berguna untuk evaluasi gambaran fungsi ginjal secara umum. Dalam keterbatasannya kedua uji tersebut mampu membuat estimasi laju filtrasi glomerulus (LFG) yang akurat. Analisis enzim yang digunakan untuk mengukur kadar nitrogen dalam darah dengan menggunakan enzim urease atau jumlah kreatinin dalam darah dengan pereaksi asam pikrat maupun enzim kreatinin aminohidrolase (Kaplan ). Pengukuran urea sebagai salah satu indikator kelainan ginjal dengan metode enzimatis yaitu dibentuk oleh urease dari urea. Indikator Glutamat Dehidrogenase (GLDH) untuk oksidasi NADH ke NAD digunakan untuk membuat amonia. Karbondioksida dan amonia dihasilkan dari reaksi urea (Kaplan & Pesce 989): Urease Urea H O NH CO GLDH αketoglutaratnh 4 NADH Lglutamat NAD H O BAHAN DAN METODE Alat dan Bahan Alatalat yang digunakan ialah alat bedah, kaset tisu, gelasgelas pada mesin Auto Technicon, alat pencetak parafin, mikrotom,

2 7 gelas pemanas, mortar, blender, penyaring, tabung reaksi, gelas ukur, autopipet, tip, pipet Mohr, pipet tetes, sonde, gelas pengaduk, dan gelas piala, vial, spektrofotometer, inkubator dan sentrifus klinis. Hewan percobaan yang digunakan adalah 5 ekor tikus SpragueDawley yang sehat berumur bulan. yang diperoleh dari Fakultas Peternakan IPB. Bahanbahan yang digunakan ialah angkak dari beras, pereaksi ALT, pereaksi AST, pereaksi urea, BNF %, alkohol 7%, alkohol 8%, alkohol 9%, alkohol 95%, alkohol absolut I, alkohol absolut II, parafin, xilol I, xilol II, larutan albumin:gliserin (:), pewarna Mayer s Hematoxylin, Litium Karbonat, pewarna Eosin, permount dan akuades. Gambar Tikus SpragueDawley. Metode Penelitian Rancangan Percobaan Tikus dipelihara pada kandang berukuran cmxcmxcm. 5 ekor tikus sebagai hewan percobaan diadaptasikan selama bulan. Selama adaptasi, tikus diberi makan, minum, dan ditimbang bobot badannya. Sebelum perlakuan (H), dianalisis kadar enzim ALT dan AST serta kadar urea darah. Selanjutnya, tikus tersebut dikelompokkan menjadi lima kelompok, masingmasing terdiri atas 5 ekor tikus. Kelompok satu digunakan sebagai kontrol, hanya diberikan akuades tanpa pemberian angkak, kelompok dua diberikan angkak dengan dosis tunggal yaitu.5 gram/kg BB ( kali dosis komersial), kelompok tiga diberikan angkak dengan dosis 5 gram/kg BB, kelompok empat diberikan angkak dengan dosis gram/kg BB, dan kelompok lima diberikan angkak dengan dosis 5 gram/kg BB. Pemberian angkak dilakukan secara per oral atau cekok. Semua hewan pada tiap kelompok diamati, dianalisis kadar enzim ALT, AST, kadar urea darah serta dilihat tingkat kematiannya pada 4 jam pertama (H), dilanjutkan sampai 5 hari (H5). Selama 5 hari, semua kelompok diamati gejala klinisnya seperti nafsu makan, bobot badan, keadaan mata, feses, bulu dan tingkah laku. Setelah (H5), hewan dinekropsi untuk mendapatkan gambaran histopatologis atau melihat efek racun pada organorgan vitalnya terutama hati dan ginjal. Analisa histopatologis dilakukan di Laboratorium Patologi, Fakultas Kedokteran Hewan, Institut Pertanian Bogor Pengukuran Kelainan Hati (Metode Bergmeyer 986) Analisis enzim dapat digunakan untuk menilai fungsi suatu organ. Kelainan yang terjadi di dalam hati menyebabkan penyimpangan konsentrasi enzim tertentu dalam darah. Transaminase merupakan kelompok enzim yang sering digunakan dalam penentuan fungsi hati yang biasa dikenal sebagai aminotransferase misalnya Alanin Amino Transferase (ALT) dan Aspartat Amino transferase (AST). Menurut Girindra (984) manusia yang menderita kanker hati, keadaan kedua enzim dalam darah meningkat. Kadar kedua enzim dalam serum yang meningkat, sehingga pengukuran aktivitas enzim tersebut dapat digunakan untuk menentukan fungsi hati Serum darah diambil sebanyak. ml dan dicampur dengan ml pereaksi AST, setelah menit pada suhu C, dibaca absorbansinya pada panjang gelombang 4 nm dan dilanjutkan kembali pembacaannya pada menit ke, dan dan 4. Pereaksi AST terdiri atas buffer Tris HCl, Laspartat, α oksoglutarat, Malat dehidrogenase, Laktat dehidrogenase, dan NADH. Pengukuran kadar ALT cara pengukurannya sama. Pereaksinya terdiri atas buffer Tris HCl, LAlanin, αoksoglutarat, Laktat dehidrogenase, dan NADH. Penghitungan aktivitas AST dan ALT dilakukan dengan rumus: 746 x A Hg nm/menit Pengukuran Kelainan Ginjal (Kaplan&Pesce 989) Analisis pengukuran urea darah adalah jumlah nitrogen yang dilepaskan sebagai konsentrasi urea dalam darah yang disebut Blood Urea Nitrogen (BUN). Pengukuran BUN menunjukkan jumlah urea yang terhidrolisis oleh enzim urease membentuk

3 8 amonia, yang dapat diukur dengan analisis spektrofotometri. Sampel berupa serum darah diambil sebanyak µl dan dicampur dengan µl pereaksi urea, setelah detik pada suhu 7 C, dibaca absorbansinya pada 4 nm dan dilanjutkan kembali pembacaannya setelah,, dan 4 menit. Standar diukur pada keadaan yang sama, hanya mengganti serum dengan standar. Pereaksi urea adalah buffer fosfat, urease, natrium salisilat, natrium nitroprusida, EDTA, sodium hipoklorit, sodium hidroksida. Perhitungan konsentrasi urea diperoleh dengan cara: ΔAsampel [urea](mg/dl) = x [standar] ΔAstandar Pembuatan Preparat Histopatologis (Humason 97; Kiernan 99) Organ yang akan dibuat dipotong tipis kemudian direndam di dalam larutan Buffer Neutral Formaline (BNF) % selama 648 jam. Setelah itu, jaringan diiris dengan ketebalan ± mm dan dimasukkan ke dalam kaset tisu untuk didehidrasi. Dehidrasi. Sediaan dimasukkan ke dalam gelasgelas Mesin Autotehnicon berturutturut yang berisi alkohol 7% selama 6 jam, alkohol 8%, 9%, dan alkohol 95% selama jam. Setelah itu, sediaan direndam dalam alkohol absolut I tiga kali masingmasing selama jam. Kemudian, dimasukkan ke dalam alkohol absolut II selama jam. Clearing. Sediaan yang sudah mengalami dehidrasi direndam dalam larutan alkohol 7% kemudian dengan larutan xilol I dan xilol II masingmasing selama 45 menit. Selanjutnya dimasukkan ke dalam parafin pada gelas pemanas dengan suhu 6 C dua kali masingmasing 45 menit. Embedding (Pencetakan). Setelah proses clearing, sediaan dimasukkan ke dalam alat pencetak yang berisi parafin cair setengah dari volume, setelah mulai membeku parafin ditambahkan kembali sampai alat pencetak penuh dan dibiarkan sampai dingin dan mengeras. Sectioning (Pengirisan). Pemotongan dilakukan dengan menggunakan mikrotom setebal 5 mikron. Hasil irisan yang berbentuk pita diletakkan di atas permukaan air yang telah dihangatkan lebih dahulu dengan suhu sekitar 445 C. Tujuannya untuk merentangkan jaringan yang keriput pada saat pengirisan. Setelah itu dilakukan pemilihan irisan preparat yang bagus. Mounting. Sediaan tersebut diangkat dari permukaan air dengan cara menempelkannya ke atas kaca obyek yang telah diolesi albumin dan gliserin (:). Preparat dimasukkan ke dalam inkubator dengan temperatur 6 C semalam. Staining (Pewarnaan). Sebelum dilakukan pewarnaan, terlebih dahulu dilakukan proses deparafinasi (penghilangan parafin) dan proses rehidrasi (penambahan air) agar zat warna dapat menyerap dengan sempurna. Deparafinasi dilakukan dengan cara sediaan dimasukkan ke dalam xilol I dan xilol II masingmasing menit. Setiap kali dilakukan pemindahan, daerah sekitar preparat diusap dengan kertas tisu tanpa menyentuh jaringan. Rehidrasi dilakukan dengan cara memasukkan sediaan ke dalam alkohol bertingkat masingmasing menit. Setelah proses rehidrasi, sediaan disimpan dalam air mengalir selama menit lalu dimasukkan ke dalam pewarna Hematoxylin Mayers selama 8 menit dan Litium Karbonat selama 5 detik dan kemudian dibilas dengan air mengalir. Selanjutnya sediaan dimasukkan ke dalam pewarna Eosin selama menit lalu dibilas kembali dengan air mengalir. Setelah pewarnaan selesai, dilakukan dehidrasi sediaan ke dalam alkohol bertingkat kembali sebanyak celupan xilol I dan xilol II, dikeringkan, ditetesi permount dan ditutup dengan gelas penutup. Pengamatan mikroskopis yang dilakukan dengan menggunakan mikroskop cahaya. Penilaian dengan metode skoring berdasarkan tingkat keparahan pada setiap luasan wilayah pengamatan. Skoring histopatologis organ hati dan ginjal ditunjukkan pada Tabel dan 4. Semakin besar persentase skoring, maka tingkat kerusakannya semakin besar. Tabel Metode skoring histopatologis hati Kelainan Skoring Nilai Kriteria Kongesti Degenerasi Lemak 5% >5%5% >5% 5% >5%5% >5% 5% >5%5% >5%

4 9 Tabel 4 Metode skoring histopatologis ginjal Kelainan Skoring Nilai Kriteria Akumulasi Protein Analisis Data 5% >5%5% >5% 5% >5%5% >5% Rancangan yang digunakan pada penelitian adalah dua faktor dalam rancangan acak lengkap (RAL). Perlakuan yang akan diuji cobakan dibedakan menjadi lima macam perlakuan dengan lima kali ulangan setiap perlakuan. Model rancangan percobaannya ialah sebagai berikut: (Matjik A.A dan Sumertajaya M ) Yij = µ λij εij Keterangan : i =,,,4 5 i =, kontrol, pemberian angkak dengan dosis.5 g/bb, pemberian angkak dengan dosis 5 g/bb 4, pemberian angkak dengan dosis g/bb 5, pemberian angkak dengan dosis 5 g/bb Yij = pengaruh perlakuan kei dan ulangan kej µ = pengaruh ratarata umum λij = pengaruh perlakuan ke i, i =,,,...5 εij = pengaruh acak perlakuan i, i =,,,...5 HASIL DAN PEMBAHASAN Keadaan Hewan Coba Gambar menunjukkan bahwa tidak terlihat adanya perubahan yang berarti pada pola grafik bobot badan tikus kelompok yang diberi perlakuan dengan kelompok kontrol. Demikian juga apabila dibandingkan dengan masa adaptasi (P>.5). Dengan demikian, dapat dikatakan bahwa pemberian angkak tidak mempengaruhi bobot badan hewan coba. Selain pengamatan bobot badan, gejala klinis yang diamati meliputi nafsu makan, tingkah laku, keadaan mata dan keadaan bulu. Gejala klinis hewan coba menunjukkan bahwa nafsu makan semua hewan coba baik kelompok perlakuan maupun kontrol tidak menunjukkan perubahan (Tabel 5). Pengamatan terhadap keadaan mata, tingkah laku, dan keadaan bulu tidak menunjukkan adanya perubahan selama perlakuan dan adaptasi. Saat perlakuan, pada kelompok perlakuan fesesnya berwarna kemerahmerahan. Feses yang berwarna merah tersebut diamati dengan mikroskop yang menunjukkan bahwa warna merah yang tampak berasal dari sisa pencernaan angkak setelah diserap di usus, dan dosis yang diberikan cukup besar menyebabkan serat kasar angkak mewarnai feses. Selama perlakuan, tidak ditemukan hewan coba yang mati. Kelompok kontrol,.5 g/kg BB, 5g/kg BB, g/kg BB, dan 5 g/kg BB angkak tidak menunjukkan adanya hewan coba yang mati selama 4 jam pertama hingga 5 hari setelah percobaan hari ke bobot badan (gram) kontrol.5 g/kg BB 5 g/kg BB g/kg BB 5 g/kg BB Gambar Bobot badan tikus SpragueDawley selama adaptasi dan perlakuan dengan berbagai dosis. Tabel 5 Gejala klinis hewan coba selama perlakuan Kelompo k nafsu maka n keadaa n mata keadaa n bulu feses Kontrol hita m.5g/kgb B mera h 5 g/kg BB mera h g/kgb mera B 5g/kgB B keterangan () : tidak ada kelainan h mera h

5 Gambar 4 Feses tikus yang diamati dengan mikroskop. Pengaruh Angkak Terhadap Aktivitas Enzim AST dan ALT Tabel 6 menunjukkan bahwa rataan aktivitas enzim ALT sebesar.87±.68 U/L dan AST sebesar 6.±.99 U/L. Menurut Girindra (984), kisaran normal aktivitas enzim AST tikus sebesar U/L sedangkan aktivitas ALT sebesar 7.. U/L. Jadi, aktivitas enzim ALT dan AST tikus sebelum perlakuan masih dalam keadaan normal. Kelompok kontrol tidak digunakan untuk menganalisis karena serumnya mengalami hemolisis. Gambar 5 menunjukkan bahwa aktivitas enzim AST pada semua kelompok perlakuan meningkat secara signifikan pada H dan H5 terhadap H (P>.5). Aktivitas enzim AST pada semua kelompok perlakuan pada H5 naik tidak signifikan terhadap H. Perbandingan aktivitas enzim AST ditunjukkan pada Tabel 7, yang menunjukkan bahwa aktivitas enzim AST pada H dan H5 pada dosis.5 g/kg BB, 5 g/kg BB, dan g/kg BB berbeda secara signifikan dengan dosis 5 g/kg BB (P>.5). Gambar 6 menunjukkan bahwa aktivitas enzim ALT pada semua kelompok perlakuan meningkat secara signifikan pada H (P>.5). Aktivitas enzim ALT pada semua kelompok perlakuan pada H5 naik tidak signifikan terhadap H. Perbandingan aktivitas enzim ALT ditunjukkan pada Tabel 8, yang menunjukkan bahwa pada H ada perbedaan yang signifikan pada semua dosis (P>.5). Sedangkan pada H5, kelompok.5 g/kg BB, g/kg BB, dan 5 g/kg BB menunjukkan perbedaan yang signifikan dengan dosis 5 g/kg BB (P>.5). Hal ini menunjukkan bahwa dosis berpengaruh pada kerusakan selsel hati. Peningkatan aktivitas enzim AST dan ALT pada semua kelompok perlakuan angkak disebabkan karena pemberian angkak dengan dosis besar akan mengakibatkan hepatolisis sehingga enzim akan keluar, dan jumlah dalam serum meningkat. Hal itu didukung dengan adanya sel hepatosit yang mengalami nekrosa pada analisa histopatologis. Hal itu sesuai dengan Girindra (984) yang menyatakan bahwa peningkatan aktivitas enzim AST dan ALT di dalam darah disebabkan adanya perubahan fisiologis hati, sehingga konsentrasi enzim tersebut di dalam darah meningkat. Turun atau naiknya konsentrasi enzim dalam darah dapat diakibatkan oleh kerusakan enzimenzim parenkim hati atau gangguan permeabilitas membran sel hati sehingga enzim bebas ke luar sel. Hal ini menyebabkan enzim yang masuk ke dalam pembuluh darah melebihi normal sehingga kadarnya dalam darah meningkat, sehingga terjadi peningkatan kadar enzim dalam darah, serta sintesisnya dalam hati menurun karena adanya kerusakan hepatoseluler sehingga aktivitasnya dalam darah menurun. Tabel 6 Ratarata aktivitas enzimatik pada tikus SpragueDawley sebelum perlakuan AST (U/L) ALT(U/L) Parameter N = 5 N = 5 Rataan 6.±.99.87±.68 Tabel 7 Pengaruh pemberian angkak terhadap rataan aktivitas enzim AST Kelompok H (U/L) H5 (U/L) N=5.5g/kgB B 5g/kg BB g/kgbb 59.5±7.6 a 5.66±.9 a 7.548±4.44 a b 5.87±5.8 a ±4.69 a b 64.84±46.5 a b 5g/kgBB.6±.99 c 96.4±45. b Keterangan: huruf yang berbeda pada kolom yang sama menunjukkan nilai yang berbeda nyata (P>.5) Tabel 8 Pengaruh pemberian angkak terhadap rataan aktivitas enzim ALT Kelompok N=5 H (U/L) H5 (U/L).5 g/ kgbb 66.46±7.6 a ±8.5 b 5 g/ kg BB 89.8±9.7 b ±4.49 a g/ kg BB 75.8±6. ab 6.48±.7 ab 5 g/ kg BB 4.6±5. c 67.86±9.4 b Keterangan: huruf yang berbeda pada kolom yang sama menunjukkan nilai yang berbeda nyata (P>.5)

6 5 5 5 hari ke g/kg BB 5 g/kg BB g/kg BB 5 g/kg BB Gambar 5 Perbandingan aktivitas AST perlakuan pemberian angkak pada H, H, dan H5. menunjukkan nilai yang berbeda secara signifikan dengan dosis g/kg BB dan 5 g/kg BB (P>.5). Hal ini menunjukkan bahwa dosis berpengaruh pada kerusakan selsel ginjal. Kadar urea darah yang meningkat kemungkinan disebabkan karena kerusakan pada selsel ginjal. Hal itu didukung pada analisa histopatologis bahwa di dalam lumen tubulus terdapat akumulasi protein dan nekrosa di sel tubulinya. Menurut Ganong (), kenaikan kadar urea darah tinggi menunjukkan bahwa jumlah protein di dalam tubuh tinggi serta tidak adanya faktor penghambat pembentukan urea dalam darah. A k tiv itas en zim A L T ( U/L) g/kg BB 5 g/kg BB g/kg BB 5 g/kg BB Gambar 6 Perbandingan aktivitas ALT perlakuan pemberian angkak pada H, H, dan H5. Pengaruh Angkak Terhadap Kadar Urea Darah Tabel 9 menunjukkan bahwa kadar urea darah tikus sebesar 9.69±.4 mg/dl. Menurut Malole dan Pramono (989) kadar urea darah tikus normal berkisar antara 5.. mg/dl. Jadi, kadar urea darah tikus percobaan sebelum perlakuan masih dalam kisaran normal. Perbandingan kadar urea darah pada (H), (H), dan (H5) terdapat pada Gambar 7, yang menunjukkan bahwa kadar urea darah pada semua kelompok perlakuan meningkat secara signifikan pada H (P>.5). Kadar urea darah pada semua kelompok perlakuan pada H5 naik tidak signifikan terhadap H. Tabel 9 menunjukkan bahwa perbandingan kadar urea dalam darah pada H dosis 5 g/kg BB dan 5 g/kg BB berbeda secara signifikan dengan.5 g/kg BB dan g/kg BB. Pada H5 antara dosis.5 g/kg BB dan 5 g/kg BB Tabel 9 Ratarata kadar urea darah pada tikus SpragueDawley sebelum perlakuan Kadar urea darah (mg/dl) Ratarata 9.69±.4 Tabel Pengaruh pemberian angkak terhadap kadar urea darah Kelompok N=5 H (mg/dl) H5 (mg/dl).5 g/ kg BB 4.5±.7 a ±.9 a 5 g/ kg BB.964±8.7 b.64±.57 ab g/ kg BB 8.87±7.9 c 4.77±.55 cd 5 g/ kg BB.795±6.54 b 48.±.5 d Kadar Urea darah (mg/dl) Hari ke g/kg BB 5 g/kg BB g/kg BB 5 g/kg BB Gambar 7 Perbandingan kadar urea darah perlakuan pemberian angkak pada H, H, dan H5. Gambaran Histopatologis Hati dan Ginjal Pengamatan terhadap organ hati dan ginjal tikus setelah dinekropsi dilakukan secara makroskopis (dengan mata secara langsung) maupun secara mikroskopis (histopatologis). Berdasarkan hasil pemeriksaan makroskopis organ hati dan ginjal tikus akibat pemberian angkak secara oral tidak ditemukan kelainan

7 yang spesifik pada kelompok kontrol dan perlakuan. Lesio secara mikroskopis yang ditemukan di hati yaitu perubahan pada sel hepatosit dan interstitium. Hasil pengamatan histopatologis jaringan hati ditunjukkan pada Gambar 8, 9,, dan. Pada kelompok kontrol, interstitiumnya banyak ditemukan adanya kongesti, sedangkan pada sel hepatosit banyak ditemukan degenerasi lemak dan nekrosa. Begitu pula pada kelompok perlakuan terjadi lesio yang serupa. Gambar 8 juga menunjukkan adanya kongesti. Kongesti adalah pembendungan secara berlebihan oleh darah di pembuluh darah suatu jaringan tertentu. Pada umumnya, kongesti hati terjadi di vena sentralis dan sinusoidsinusoid di sekelilingnya Hal ini menyebabkan sinusoid mengalami dilatasi. Perubahan tersebut merupakan respon umum pembuluh darah akibat penggunaan bahan anestesi kloroform ataupun eter sebelum nekropsi karena eter dan kloroform merupakan anestesik kuat yang dapat menyebabkan vasodilatasi pembuluh darah (Ganiswara 995). Oleh karena itu, kongesti tidak digunakan sebagai kategori kerusakan hati akibat perlakuan pada evaluasi histopatologis. Gambar 9 menunjukkan adanya degenerasi lemak. Degenerasi merupakan gangguan metabolisme pada sel, sehingga kehilangan struktur dan fungsi normalnya. Degenerasi terjadi pada sel yang hidup dan bersifat reversibel. Sel yang mengalami degenerasi ditandai dengan adanya pengumpulan produk metabolisme seperti molekul lemak, protein dan glikogen dalam jumlah yang abnormal. Degenerasi menunjukkan adanya gangguan biokimiawi sel yang disebabkan karena metabolisme abnormal dan zat kimia yang toksik (Spector 99). Degenerasi lemak secara mikroskopis terlihat dropletdroplet lemak pada lobulus hati terutama daerah perilobuler (Benirschke 978; Lawrence 99). Faktorfaktor penyebab degenerasi misalnya bahan toksik, kekurangan oksigen, atau pakan banyak mengandung lemak. Gambar menunjukkan adanya nekrosa. adalah kematian sel yang umum setelah sel terpapar stimulus eksogen, seperti rangsangan kimia yang menyebabkan pembengkakan sel, selanjutnya sel pecah, terjadi denaturasi dan koagulasi sitoplasma serta hancurnya sel (Sudiono et al. ). Jaringan hati yang mengalami nekrosa dapat sembuh dengan regenerasi selsel hati yang masih hidup jika penyebab nekrosa dihilangkan (Ressang 984). Secara mikroskopis, nekrosa bersifat koagulatif yang ditandai dengan inti hepatosit berubah menjadi suram dan gelap (pignosis) serta adanya inti hepatosit yang mengalami karioreksis. Karioreksis ditandai dengan penyusutan inti sel dan terjadi peningkatan warna basofilik yang solid dan mengecil. Dalam waktu satu sampai dua hari nukleus akan menghilang total (Sudiono ). Gambar menunjukkan pada kelompok kontrol masih terlihat hepatosit yang masih baik yaitu masih berbentuk lobus yang jelas dengan vena sentralis di tengah. Sitoplasma berwarna merah muda karena mengikat zat warna Eosin dan inti sel berwarna ungu kebiruan karena mengikat zat warna Hematoksilin. Lesio yang terjadi pada organ hati kemudian dianalisis melalui skoring sehingga diberi nilai sesuai tingkat keparahan. Nilai skoring histopatologis hati ditunjukkan pada Tabel. Tabel menunjukkan hasil pengamatan terhadap kongesti, nekrosa dan degenerasi lemak pada organ hati. Setelah didapatkan nilai skoring histopatologis hati, kemudian nilai tersebut diuji dengan analisis KruskalWallis. Hasil uji histopatologis organ hati yang dianalisis dengan uji KruskalWallis ditunjukkan pada Tabel. Tabel menunjukkan bahwa lesio pada organ hati yaitu kongesti dan degenerasi lemak antara kontrol dan perlakuan tidak berbeda secara signifikan (P>.5) Sedangkan nekrosa yang terjadi semua perlakuan berbeda nyata dengan kontrol. Kerusakan pada hati disebabkan karena hati berfungsi sebagai penyaring darah terutama dari saluran pencernaan melalui vena porta. Darah yang berasal dari vena porta tidak hanya mengandung bahan makanan tetapi kadangkadang senyawa toksik (Frenkel 985). bar Gambar 8 Gambaran mikroskopis hati tikus yang mengalami kongesti pada kelompok kontrol pewarnaan HE bar µm.

8 bar Gambar 9 Gambaran mikroskopis hati tikus yang mengalami degenerasi lemak pada kelompok dosis angkak 5 g/kg BB pewarnaan HE bar µm. bar Gambar Gambaran mikroskopis hati tikus daerah yang mengalami nekrosa dengan dosis angkak 5g/kgBB pewarnaan HEbar5 µm. bar Gambar Gambaran mikroskopis hati tikus daerah yang normal pada kontrol pewarnaan HE, bar 5 µm. Tabel Nilai skoring histopatologis hati Perlakuan Pengamatan (g/ kg Akumulasi Kongesti BB) Lemak Kontrol Tabel Hasil Uji KruskalWallis histopatologis hati Pengamatan Perlakuan (g/ kg Degenerasi Kongesti BB) Lemak Kontrol 5.5 a.5 a.5 a a 6.5 a 5.5 bc a 7.5 a 4.5 ab 4. a 7.5 a 8.5 c 5 5. a 5. a 6.75 bc Keterangan: huruf yang berbeda pada kolom yang sama menunjukkan nilai yang berbeda nyata (P>.5). Pengamatan organ ginjal dilakukan terhadap lesio pada selsel tubulus. Perubahan yang terjadi pada kontrol yaitu pada kapiler antar tubulus terjadi kongesti, sel tubulusnya mengalami nekrosa (inti sel terlihat berwarna gelap dan suram). Selain itu, lumen tubulusnya mengalami akumulasi protein. Akumulasi protein dan nekrosa juga terjadi pada kelompok perlakuan. Perubahan yang terjadi pada ginjal dapat dilihat pada Gambar, dan 4. Gambar menunjukkan adanya nekrosa. Selsel tubulus mengalami nekrosa intinya terlihat suram dan mengalami karioreksis. pada selsel epitel tubulus terjadi pada semua perlakuan. dapat terjadi karena adanya racun atau toksin, agen kimia, agen biologis, agen fisik, suhu yang ekstrim dan kerentaan (Rumawas 989; Soleh 996). Gambar juga terdapat adanya akumulasi protein di lumen tubulus. Keberadaan protein di dalam lumen tubulus dipengaruhi berbagai faktor diantaranya peningkatan permeabilitas kapiler glomerulus sehingga protein yang berukuran besar dapat lolos. Bila epitel tubulus mengalami degenerasi dan nekrosa maka protein yang lolos tidak mampu untuk diserap kembali secara maksimal yang akhirnya tertimbun di dalam lumen (Carlton & Mc Gavin 995). Akumulasi protein yang berlebihan di lumen tubulus dapat menyebabkan proteinuria. Permeabilitas glomerulus meningkat sehingga protein ditemukan di dalam urin dalam jumlah besar (Ganong ). Gambar 4 menunjukkan sel tubulus yang normal. Selselnya masih teratur dan lumen kosong. Setelah dilakukan pengamatan terhadap lesio yang terjadi pada organ ginjal kemudian diberi skor dan diberi nilai sesuai tingkat

9 4 keparahan. Nilai skoring histopatologis ginjal ditunjukkan pada Tabel. Tabel menunjukkan hasil pengamatan terhadap kelainan pada ginjal yaitu nekrosa dan akumulasi protein. Setelah mendapatkan nilai lesio histopatologis organ ginjal kemudian nilai tersebut diuji dengan uji KruskalWallis. Hasil uji KruskalWallis histopatologis ginjal ditunjukkan pada Tabel 4. Tabel 4 menunjukkan bahwa akumulasi protein dan nekrosa yang terjadi, berbeda nyata antara kontrol dengan perlakuan (P>.5). yang terjadi signifikan dengan naiknya dosis. Semakin tinggi dosis yang diberikan mengakibatkan nekrosa yang terjadi juga semakin besar. Epitel ginjal merupakan bagian yang sensitif terhadap bahanbahan yang bersifat toksik. Bahanbahan toksik yang biasanya masuk ke ginjal melalui aliran darah tersebut dapat menimbulkan perubahan pada ginjal berupa cloudy swelling, degenerasi lemak dan nekrosa. Tingkat perubahan organ tergantung sifat zat toksik (Smith 974; Thomas 979). Menurut Lu (995), tubulus proksimal merupakan bagian yang paling mudah mengalami kerusakan akibat zat toksik. Hal itu dapat disebabkan karena karena pada tubulus proksimal terjadi proses absorbsi dan sekresi berbagai zat. Bila terjadi absorbsi bahan toksik pada epitel tubuli akan mengganggu metabolisme dan absorbsi. Selain itu, kadar sitokrom P45 pada tubulus proksimal lebih tinggi untuk mendetoksifikasi atau mengaktifkan zat toksik. Jika degenerasi dan nekrosa belum begitu parah, regenerasi sel epitel mungkin terjadi setelah penyebabnya dihilangkan (Smith 974). Tabel Nilai skoring histopatologis ginjal Pengamatan Perlakuan Akumulasi (g/ kg BB) Protein Kontrol Tabel 4 Hasil Uji KruskalWallis histopatologis ginjal Pengamatan Perlakuan Akumulasi (g/ kg BB) Protein Kontrol.5 a.5 a.5.5 b.5 b d 5.5 c 5.5 c 7.5 d e 9.5 e Keterangan: huruf yang berbeda pada kolom yang sama menunjukkan nilai yang berbeda nyata (P>.5). Gambar Gambaran mikroskopis ginjal tikus yang mengalami nekrosa pada sel tubulus dengan dosis 5 g/kg BB pewarnaan HE bar 5 µm. Gambar Gambaran mikroskopis ginjal tikus yang mengalami akumulasi protein dengan dosis 5 g/kg BB pewarnaan HE bar µm. Gambar 4 Gambaran mikroskopis ginjal tikus yang normal pewarnaan HE bar 5 µm. SIMPULAN DAN SARAN Simpulan bar bar bar