PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM PEMERIKSAAN MIKROSKOPIS TUBERKULOSIS

Transkripsi

1 PEMERIKSAAN MIKROSKOPIS TUBERKULOSIS

2 Diterbitkan oleh: Direktorat Jenderal Pengendalian Penyakit & Penyehatan Lingkungan supported by Global Fund Acknowledgment Buku Pedoman Pemeriksaan Mikroskopis Tuberkulosis disusun dengan referensi utama: Buku Pedoman Diagnosis Tuberkulosis secara Laboratorium dengan Pemeriksaan Mikroskopis Dahak Pengarang: Richard Lumb, Ivan Bastian, Gunawan Yamin Diterbitkan oleh: Institute of Medical & Veterinary Science From Road Adelaide, South Australia Tahun 2004 Ilustrasi oleh: Kerry Raid

3 Terima Kasih Buku Panduan ini diterbitkan atas bantuan dan masukan serta dukungan: Seluruh Direksi dan staf RSUP Persahabatan - Jakarta Terutama staf Instalasi Laboratorium Patologi Klinik dan Mikrobiologi RSUP Persahabatan, Jakarta Prof. dr. Agus Sjahrurrachman, Sp.MK. Ph.D Guru Besar FK UI - Ketua POKJA Lab TB Dr. Sri Widyastuti Dit. Bina Pelayanan Penunjang Medik - Ketua Tim Manajemen POKJA Lab TB Dr. Sri Prihatini, Sp.P Konsultan TB Nasional - WHO Dr. Harini Djaniar, Sp.PK Ka. Balai Pengembangan Laboratorium Kesehatan Provinsi Jawa Barat Dr. dr. Ni Made Mertaniasih, Sp.MK. MS Ka Instalasi Laboratorium Mikrobiologi FK UNAIR/RS. Dr. Soetomo - Surabaya Ivan Bastian, Richard Lumb, Gunawan Yamin selaku pengarang dan Kerry Raid selaku ilustrator dan artist pada Buku Pedoman Diagnosis Tuberkulosis secara Laboratorium dengan Pemeriksaan Mikroskopis Dahak IMVS, Adelaide, South

4 Tim Penyusun POKJA LAB TBC 1. Dr. Lia Gardenia Partakusuma, Sp.PK Instalasi Laboratorium Patologi Klinik dan Mikrobiologi RS. Persahabatan Ketua Tim Teknis POKJA Lab TB 2. Dr. Tjahyani Mirawati Sudiro, Ph.D, Sp.MK Departemen Mikrobiologi FK UI 3. Dr. Retno Kadarsih S., Sp. MK Departemen Mikrobiologi FK UI 4. Dr. Elly Trisnawati Dit. Bina Pelayanan Penunjang Medik, Ditjen Yanmedik, Depkes RI 5. W.D. Murwheni, S.Si Balai Laboratorium Kesehatan DKI Jakarta 6. Dr. Syahrial Harun Puslitbang P2M, Badan Penelitian dan Pengembangan, Depkes RI 7. Ir. Parulian Balai Besar Teknologi Kesehatan Lingkungan DKI Jakarta, Depkes RI Subdit P2TBC, Depkes RI 1. Dr. Carmelia Basri, M.Epid 2. Dr. Siti Nadia 3. Sudarman S., SKM, MM 4. Dr. Ratih Pahlesia 5. Mikyal Faralina, SKM

5 Daftar Isi Terima Kasih... i Tim Penyusun...ii Daftar Isi...iii Kata Pengantar...iv Sambutan...v Bab 1 Pendahuluan...1 Bab 2 Pengumpulan Dahak...2 waktu Pengumpulan Dahak...2 Tempat Pengumpulan Dahak...2 Pengumpulan Dahak...3 cara Pengumpulan Dahak...4 Kualitas Spesimen...5 Registrasi Spesimen...6 Bab 3 Pembuatan Sediaan Apus...8 Alat-alat yang dibutuhkan...8 cara Membuat Sediaan Apus...9 Bagaimana Membuat Sediaan Apus yang Baik Bab 4 Alat dan Bahan Pewarnaan Bab 5 Pewarnaan Metoda Ziehl-Neelsen Bab 6 Pembacaan Sediaan Apus Bab 7 Pelaporan Bab 8 Penyimpanan Bab 9 Keamanan Kerja Bab 10 Pemantapan Mutu Bab 11 Lampiran Pot Dahak yang Ideal Formulir Permohonan Laboratorium TB (TB 05) Formulir Register Laboratorium TB (TB 04) Daftar Tilik Pemantapan Mutu Internal Mikroskop cara Pengiriman Sediaan Apus Informasi Untuk Pasien i

6 Kata Pengantar Sebagai negara yang sedang berkembang, penyakit infeksi masih merupakan salah satu penyebab kematian di Indonesia dan penyakit TB masih merupakan penyakit infeksi yang utama penyebab kematian tersebut. Untuk menurunkan angka kesakitan TB tersebut, salah satu upaya yang perlu mendapat perhatian adalah penegakan diagnosis dengan pemeriksaan laboratorium secara mikros-kopis dahak yang berkualitas. Karena pemeriksaan mikroskopis BTA ini dilaksanakan pada berbagai jenis dan tingkat laboratorium maka perlu adanya standarisasi dalam prosedur pemeriksaan mikroskopis dahak. Direktorat P2ML bersama-sama dengan Direktorat Bina Pelayanan Penunjang Medik melalui Pokja Laboratorium TB telah selesai menyusun Buku Pedoman Pemeriksaan Mikros-kopis Tuberkulosis (TB) Paru. Untuk itu kepada semua pihak yang telah berpartisipasi dalam penyusunan buku pedoman ini kami mengucapkan terima kasih. Kami sangat mengharapkan agar semua tenaga laboratorium dalam melakukan pemeriksaan mikroskopis dahak TB meng-acu pada pedoman ini sehingga diharapkan mutu pemeriksaan laboratorium dapat merata di semua jenis dan tingkat laboratorium, serta kemampuan dapat terus ditingkatkan. Kami menyadari buku ini belum sempurna, oleh karena itu usul perbaikan sangat kami harapkan untuk penyempurnaan buku ini di masa yang akan datang. MEDIK Jakarta, Januari 2006 DIREKTUR BINA PELAYANAN PENUNJANG ii

7 Sambutan Saat ini Tuberkulosis merupakan masalah kesehatan masyarakat di Indonesia. Jumlah Pasien TB di Indonesia menempati urutan ketiga terbanyak di dunia. Kerugian yang diakibatkannya sangat besar, baik dari aspek kesehatan maupun dari aspek sosial dan ekonomi. WHO sejak awal tahun 1990-an telah memperkenalkan strategi penanggulangan TB yang dikenal sebagai strategi DOTS (Directly Observed Treatment Shortcourse). Strategi tersebut dinilai sebagai strategi intervensi yang sangat cost-effective dan dianjurkan oleh WHO dan Bank Dunia untuk diterapkan secara terpadu pada setiap unit pelayanan kesehatan. Target utama pengendalian TB ini adalah menemukan pasien TB menular (BTA positif) sedikitnya 70 % pada akhir tahun 2005 dan menyembuhkan pasien TB yang diobati sedikitnya 85 %. Dengan memprioritaskan pada penemuan pasien TB dengan BTA positif, maka laboratorium merupakan kunci utama dalam mendiagnosa pasien TB. Hal ini ditegaskan pada komponen kedua strategi DOTS, yaitu penegakan diagnosis menggunakan pemeriksaan mikroskopis. Walaupun strategi DOTS telah diadopsi sejak tahun 1995, di lapangan tetap masih dijumpai kendala-kendala terutama dalam hal kualitas pemeriksaan laboratorium. Berdasarkan hal tersebut, maka dirasakan perlu adanya suatu standar pemeriksaan mikroskopis TB di seluruh laboratorium. Kami menyambut gembira dengan diterbitkannya Buku Pedoman Pemeriksaan Mikroskopis Tuberkulosis ini, diharapkan buku ini dapat berguna bagi petugas di lapangan sehingga pemeriksaan dahak mikroskopis TB dapat sesuai dengan standar dan kualitas yang telah ditetapkan. Tak lupa kami sampaikan terima kasih atas dukungan dan kerjasama Direktorat Bina Pelayanan Penunjang Medik, Direktorat Jenderal Pelayanan Medik, serta kepada semua pihak yang tidak dapat kami sebutkan satu persatu, yang telah menyumbangkan tenaga dan pikiran demi tersusunnya buku ini. Jakarta, Februari 2006 iii

8 1PENDAHULUAN Tujuan dari panduan ini adalah untuk penggunaan praktis petugas teknis laboratorium dalam melakukan pemeriksaan mikroskopis dahak langsung untuk menemukan kuman Basil Tahan Asam (BTA) dalam upaya menegakkan diagnosis TB, serta sistem pencatatan dan pelaporan yang dibutuhkan. Dalam program pengendalian TB, diagnosis ditegakkan melalui pemeriksaan dahak secara mikroskopis langsung yang diambil 3 kali berturut-turut : Sewaktu-Pagi- Sewaktu (SPS). Pemeriksaan 3 spesimen (SPS) dahak secara mikroskopis langsung menjadi pilihan, karena nilainya setara dengan pemeriksaan dahak secara kultur atau biakan. Pemeriksaan kultur memerlukan waktu lebih lama (paling cepat sekitar 6 minggu) dan mahal. Tujuan pemeriksaan mikroskopis dahak adalah : Menegakkan diagnosis TB Menentukan potensi penularan Memantau hasil pengobatan pasien 1

9 PENGUMPULAN DAHAK2 Waktu pengumpulan spesimen Dibutuhkan tiga spesimen dahak untuk menegakkan diagnosis TB secara mikroskopis. Spesimen dahak paling baik diambil pada pagi hari selama 3 hari berturut-turut (pagi-pagi-pagi), tetapi untuk kenyamanan penderita pengumpulan dahak dilakukan : Sewaktu Pagi Sewaktu (SPS) dalam jangka waktu 2 hari. Sewaktu hari -1 (dahak sewaktu pertama = A) Kumpulkan dahak spesimen pertama pada saat pasien berkunjung ke UPK (Unit Pelayanan Kesehatan) Beri pot dahak pada saat pasien pulang untuk keperluan pengumpulan dahak pada hari berikutnya. Pagi hari -2 (dahak pagi = B) Pasien mengeluarkan dahak spesimen kedua pada pagi hari kedua setelah bangun tidur dan membawa spesimen ke laboratorium. Sewaktu hari -2 (dahak sewaktu kedua = C) Kumpulkan dahak spesimen ketiga di laboratorium pada saat pasien kembali ke laboratorium pada hari kedua saat membawa dahak pagi (B). TEMPAT PENGUMPULAN DAHAK Pengumpulan dahak dilakukan di ruang terbuka dan mendapat sinar matahari langsung atau di ruangan dengan ventilasi yang baik, untuk mengurangi kemungkinan penularan akibat percikan dahak yang infeksius. Jangan mengambil dahak di ruangan tertutup dengan ventilasi yang buruk, misalnya: Kamar kecil / toilet Ruang kerja (ruang pendaftaran, ruang pengumpulan sampel, laboratorium, dsb) 2

10 2 PENGUMPULAN DAHAK PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM Ruang tunggu, ruang umum lainnya. PENGUMPULAN DAHAK Petunjuk sebelum Formulir Permohonan pengumpulan Laboratorium dahak TB untuk pemeriksaan dahak (TB 05) Periksa Formulir permohonan Laboratorium TB 05 Lengkapi isian formulir Tandai ( ) untuk Diagnosis atau Follow-up Beri label yang jelas pada dinding pot dahak sesuai dengan nomor identitas sediaan dahak (TB 06) Label ditempelkan pada dinding pot, jangan pada tutupnya Pot dahak sekali pakai (tidak harus steril), di- 3

11 PENGUMPULAN DAHAK2 Cara pengumpulan dahak Jangan berdiri di depan pasien saat pengumpulan Beri petunjuk pada pasien untuk: 1. Kumur dengan air sebelum mengeluarkan dahak 2. Bila memakai gigi palsu, lepaskan sebelum berkumur 3. Tarik nafas dalam 2 3 kali dan setiap kali hembuskan nafas dengan kuat 4. Letakkan pot yang sudah dibuka dekat dengan mulut dan keluarkan dahak ke dalam pot 5. Batukkan dengan keras dari dalam dada 6. Tutup pot dengan rapat dengan cara memutar tutupnya 7. Setelah mengeluarkan dahak, bersihkan mulut dengan tissue, kemudian buang tissue di tempat sampah yang bertutup, kemudian cuci tangan Bila perlu hal di atas dapat diulang sampai mendapatkan dahak yang berkualitas baik dan volume yang cukup (3-5 ml) Bila dahak sulit dikeluarkan, dapat dilakukan hal sebagai berikut: 1. Lakukan olah raga ringan kemudian menarik nafas dalam beberapa kali. Bila terasa akan batuk, nafas ditahan selama mungkin lalu disuruh batuk. 2. Malam hari sebelum tidur, banyak minum air atau menelan 1 tablet gliseril guayakolat 200 mg. Bila spesimen jelek, pemeriksaan tetap dilakukan dengan : 1. Mengambil bagian yang paling mukopurulen / kental kuning kehijauan 2. Diberi catatan bahwa spesimen tidak memenuhi syarat / air liur Bila tidak ada spesimen dahak yang dapat dikeluarkan, pot dahak harus dibuang, tidak dapat digunakan untuk pasien lain. 4

12 2PENGUMPULAN DAHAK PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM Kualitas spesimen Dahak mukoid Dahak purulen X Dahak tercampur darah Bukan dahak, tetapi air liur (encer dan seperti air, atau sebagian besar terdiri dari gelembung-gelembung) Pengumpulan spesimen diulang bila : Spesimen jelas air liur Data pada pot dahak tidak sesuai dengan data dalam formulir permohonan laboratorium TB (formulir TB 05) 5

13 PENGUMPULAN DAHAK2 Spesimen dikumpulkan bukan dalam pot dahak Registrasi spesimen Identitas spesimen harus dicatat lebih dahulu pada formulir TB 04 sebelum /05/757 A 2 5 Register Laboratorium (TB 04) Formulir Permohonan Laboratorium TB (TB 6

14 2PENGUMPULAN DAHAK PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM diproses. Keterangan bagan : 1. Periksa data pasien di pot dahak dan cocokkan dengan yang ada di formulir permohonan laboratorium TB (Formulir TB 05) 2. Pindahkan data pasien dari formulir permohon laboratorium TB (TB 05) ke register laboratorium TB (Formulir TB 04) 3. Tulis nomor register laboratorium pada formulir TB Tulis nomor register laboratorium pada formulir permohonan laboratorium TB (TB 05) 5. Berilah tanda pada kolom yang sesuai di register laboratorium alasan pemeriksaan dahak sesuai formulir permohonan laboratorium TB. Untuk setiap pasien, gunakan nomor identitas sediaan yang sama dan beri huruf A,B,C untuk identifikasi spesimen : Sewaktu (A) Pagi (B) Sewaktu (C) 7

15 PEMBUATAN SEDIAAN APUS3 4 Spesimen air liur harus dilaporkan pada formulir permohonan laboratorium TB (TB 05) ALAT-ALAT YANG DIBUTUHKAN Kaca sediaan yang baru, bersih, jangan memakai ulang kaca sediaan yang telah Aplikator dari bambu/lidi lancip, bambu/lidi ujung tidak rata atau ose. Botol berisi pasir dan disinfektan (alkohol 70% / lisol) untuk membersihkan ose Lampu spiritus/bunsen Wadah pembuangan berisi disinfektan (misalnya lisol 5%) Wadah pembuangan untuk aplikator Aplikator dari bambu/kayu yang bersih lebih baik, sebab: Dapat lebih cepat memisahkan bagian yang purulen dari air liur Dapat mengangkat dahak lebih banyak daripada ose Lebih mudah didapat dan lebih aman karena dapat langsung dibuang 8

16 3PEMBUATAN SEDIAAN APUS PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM Pemakaian lebih cepat Meja kerja harus kokoh, kedap air, mudah dibersihkan dengan disinfektan. Cara Kode membuat Kabupaten/ sediaan Kode UPK apus Satu kaca sediaan digunakan hanya untuk satu spesimen dahak Nomor sediaan Waktu pengumpulan B A Spesimen dahak dengan bagian yang purulen (A) di dalam air liur (B) Tulis nomor identitas pasien pada bagian ujung kaca. Bila menggunakan kaca frosted tulis dengan meng-gunakan pensil 2B pada bagian yang buram/frosted. Bila menggunakan kaca biasa, tulis dengan spidol permanen pada stiker yang dilekatkan di balik Pilih dan ambil bagian dari dahak yang purulen menggunakan ose atau lidi yang 3 cm 2 cm Pola 2 cm x 3 cm 9

17 PEMBUATAN SEDIAAN APUS3 BAGAIMANA MEMBUAT sediaan apus YANG BAIK Jangan terlalu tipis untuk menghindari apusan menjadi kering sebelum diratakan. Untuk meratakan sediaan buat spiral-spiral kecil sewaktu apusan setengah kering dengan menggunakan lidi lancip sehingga didapat sebaran lekosit lebih rata dan area baca lebih homogen. Cara membuat sediaan apus Jangan membuat spiral-spiral kecil pada apusan yang sudah kering, karena dapat terkelupas dan menjadi aerosol yang berbahaya. Ose yang telah digunakan dicelupkan dalam botol pasir disinfektan, kemudian bakar sampai ose membara Bila menggunakan lidi, langsung dibuang ke dalam botol berisi disinfektan. 10

18 3PEMBUATAN SEDIAAN APUS PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM Keringkan di udara. Setelah kering lakukan fiksasi dengan pemanasan. Pastikan apusan menghadap ke atas Lewatkan 3 x melalui api dari lampu spiritus. Keringkan apusan di atas rak sediaan, hindari sinar matahari langsung. Gunakan pinset atau penjepit kayu untuk memegang kaca Pemanasan yang berlebihan akan merusak hasil. Sediaan apus yang baik ialah : Cuci tangan setelah selesai membuat sediaan apus. Berasal dari dahak mukopurulen, bukan air liur. Berbentuk spiral-spiral kecil berulang (coil type), yang tersebar merata, ukuran 2 x 3 cm. Tidak terlalu tebal atau tipis. Setelah dikeringkan sebelum diwarnai, tulisan pada surat kabar 4-5 cm di bawah sediaan apus masih terbaca. Sediaan yang baik dapat dinilai dengan cara membaca tulisan di bawahnya Cara penanganan dahak yang bercampur darah 1. Dahak dengan darah sedikit: Pilih bagian dahak yang tidak mengandung darah, dan buat sediaan seperti biasa 2. Dahak dengan darah sedang Buat sediaan, kemudian fiksasi, genangi dengan air bersih/aquades lalu digoyanggoyang sampai warna merah darah hilang. Lalu air dibuang dan bilas lagi dengan air kemudian warnai dengan Ziehl-Neelsen. Cara penanganan dahak yang encer 11

19 5 4 ALAT DAN BAHAN PEWARNAAN Untuk mewarnai sediaan apus dengan pewarnaan Ziehl-Neelsen diperlukan : Rak sediaan untuk meletakkan sediaan. Rak diletakkan di atas bak cuci atau baskom. Pinset atau Penjepit kayu Air mengalir atau botol sem- Lampu spiritus Rak untuk mengeringkan sediaan yang telah diwarnai. Pengatur waktu Methylene blue 0,3% Carbol fuchsin 0,3% Asam alkohol (3% HCl dalam etanol) Sulut api 12

20 PEWARNAAN METODA ZIEHL-NEELSEN 1 2 Letakkan sediaan dengan bagian apusan meng-hadap ke atas pada rak yang ditempatkan di atas bak cuci atau baskom, antara satu sediaan dengan sediaan lainnya masing-masing berjarak kurang lebih 1 jari. Jumlah maksimum 3 4 Genangi seluruh permukaan sediaan dengan carbol fuchsin. Saring zat warna setiap kali akan melakukan pewarnaan sediaan 5 Panasi dari bawah dengan menggunakan sulut api setiap sediaan sampai keluar uap. Diamkan selama minimal 5 menit. Waktu yang lebih lama juga boleh, tetapi pewarna di atas sediaan tidak boleh Bilas sediaan dengan hati-hati dengan Jangan ada percikan ke sediaan lain 13

21 PEWARNAAN METODA ZIEHL-NEELSEN 6 7 Miringkan sediaan menggunakan penjepit kayu atau pinset untuk membuang air Genangi dengan asam alkohol sampai tidak tampak warna merah carbol fuchsin 8 9 Genangi permukaan sediaan dengan methylene blue selama Bilas sediaan dengan air mengalir Jangan ada percikan ke sediaan lain Miringkan sediaan untuk mengalirkan Keringkan sediaan pada rak pengering Jangan keringkan dengan kertas tissue 14

22 5PEWARNAAN METODA ZIEHL-NEELSEN Sediaan apus yang telah diwarnai dengan Hasil pewarnaan apusan dengan teknik pembuatan yang kurang baik Terlalu tebal Terlalu tipis Kurang di tengah, terlalu tipis dan kurang dekolorisasi Pewarnaan tidak merata, ukuran terlalu besar 15

23 PEMBACAAN SEDIAAN APUS Sediaan apus harus diperiksa secara sistematis untuk memastikan bahwa hasil yang dilaporkan telah mewakili seluruh bagian sediaan. Jangan memeriksa sediaan sebelum kering. Langkah-langkah pembacaan sediaan apus : 1 2 Gunakan lensa objektif 10 x untuk menetap-kan fokus dan menemukan lapang pandang. Periksa sediaan untuk menentu-kan kualitas sediaan. Pada sediaan dahak umumnya ditemukan lebih banyak sel lekosit atau sel radang Teteskan satu tetes minyak emersi, aplikator minyak emersi tidak boleh menyentuh kaca objek. Tetesan harus jatuh bebas ke permukaan sediaan apus agar aplikator minyak emersi tidak terkontaminasi dengan 3 4 Putarlah lensa objektif 100x dengan hati-hati ke atas sediaan apus. Jangan sekali-kali lensa menyentuh kaca sediaan. Sesuaikan fokus dengan hati-hati sampai sel-sel terlihat dengan 16

24 6PEMBACAAN SEDIAAN APUS Sebelum melakukan pembacaan, lakukan penilaian sediaan apus yang telah di- A A. Kualitas dahak Kualitas dahak yang baik dinilai dengan melihat di bawah mikroskop, yaitu terlihat lebih dari 25 lekosit (sel radang) per lapang pandang pada pembesaran 100 x (10 x pembesaran lensa objektif / 10 x pem-besaran lensa okuler), juga dapat dilihat sel debu (dust cells) atau } lapang pan- B. Ukuran sediaan apus Ukuran sediaan apus yang baik adalah 2 x 3 cm, karena dengan ukuran tersebut dapat dibaca minimal 100 lapang pandang sepanjang garis tengah. C. Kerataan sediaan apus Dahak tersebar merata, tidak ter-lihat daerah yang kosong pada kaca objek. D. Ketebalan sediaan apus Diperiksa dengan cara memegang sediaan apus 4-5 cm di atas surat kabar atau tulisan cetakan. Ketebalan sediaan apus dianggap baik bila hurufhuruf tulisannya masih dapat 17

25 PEMBACAAN SEDIAAN APUS E. Pewarnaan sediaan apus BTA terlihat jelas berwarna merah terang dengan latar belakang biru tanpa ada sisa-sisa zat warna fuchsin. F. Kebersihan sediaan apus Sediaan apus harus bebas dari sisa-sisa zat warna fuchsin, kotoran serta kristal yang dihasilkan dari pemanasan berlebih saat pewarnaan. Dekolorisasi yang tidak baik 18

26 6PEMBACAAN SEDIAAN APUS Untuk menghindari kelelahan pembacaan sediaan apus, lakukan pemeriksaan dengan sikap tubuh yang benar Sikap yang benar Sikap yang salah Beri penyangga pada kaki agar punggung menjadi lurus Kaki menggantung Sikap yang benar Naikkan mikroskop untuk membantu meluruskan punggung dan letakkan kaki rata dengan lantai Sikap yang salah Mikroskop terlalu rendah dan kaki tidak rata dengan lantai 19

27 PEMBACAAN SEDIAAN APUS A B Sediaan apus dahak dengan pewarnaan Zielh-Neelsen (banyak sel radang) Sediaan apus air liur dengan pewarnaan Zielh-Neelsen (banyak sel epitel) Lakukan pembacaan sediaan apus secara sistematis untuk memastikan hasil yang dilaporkan mewakili seluruh bagian sediaan. Pembacaan dimulai dari ujung kiri ke ujung kanan dan dilakukan pada sediaan yang sel-selnya terlihat, bila sediaan tampak kosong, geser pada lapang pandang Setelah selesai pembacaan, bersihkan minyak dari sediaan apus dengan menggunakan pelarut organik. Setelah kering, tempatkan sediaan apus tersebut dengan hati-hati dalam kotak penyimpanan guna pengontrolan kualitas oleh laboratorium rujukan/cross-check. Ini harus dikerjakan berdasarkan petunjuk yang ditetapkan oleh Program TB Na- Sebelum menguji sediaan apus selanjutnya, bersihkan lensa dengan menggunakan tissue. 20

28 7 PELAPORAN Apa yang terlihat Tidak ditemukan BTA minimal dalam 100 lapang pandang 1 9 BTA dalam 100 lapang pandang BTA dalam 100 lapang pandang 1 10 BTA dalam 1 lapang pandang, periksa minimal 50 lapang pandang Lebih dari 10 BTA dalam 1 lapang pandang, periksa minimal 20 lapang Apa yang dilaporkan BTA negatif Tuliskan jumlah BTA yang ditemukan/100 lapang pandang BTA yang ditemukan menegakkan diagnosis TB dan jumlah BTA yang ditemukan menunjukkan beratnya penyakit. Oleh karena itu sangat penting untuk mencatat dengan benar apa yang terlihat. Skema pelaporan ini mengacu pada skala International Union Against Tuberculosis and Lung Diseases (IUATLD). 21

29 PELAPORAN7 Formulir Permohonan Laboratorium TB 1 4 Catat Hasil Beri tanggal dan tandatan- Kembalikan ke dokter atau Register Laboratorium (TB 04) 1. Periksa Nomor Register Laboratorium, cocokkan dengan formulir Permohonan Laboratorium (TB 05) 2. Catat hasil pemeriksaan pada Formulir Permohonan Laboratorium (TB 05) 3. Beri tanggal dan tandatangani Formulir Permohonan Laboratorium (TB 05) 4. Catat hasil pemeriksaan pada Register Laboratorium (TB 04) 5. Kembalikan Formulir Permohonan Laboratorium TB 05 kepada dokter atau UPK yang mengirimkan Pelaporan disampaikan secepatnya pada dokter pengirim, petugas harus menjaga kerahasiaan hasil laboratorium. Jangan menuliskan hasil pemeriksaan pada sediaan karena sediaan dibutuhkan untuk cross check/uji silang pemantapan mutu. 22

30 8 PENYIMPANAN Hapus dengan hati-hati minyak imersi pada sediaan dengan menggunakan ujung kertas tissue yang bersih. Untuk setiap sediaan digunakan satu kertas tissue. Jangan menggunakan 1 kertas tis- Simpan sediaan dalam kotak sediaan secara berurutan menurut nomor register laboratorium untuk keperluan pemantapan mutu/uji silang (cross check) minimal Kertas tissue yang telah digunakan dibuang ke tempat pembuangan yang telah diberi disinfektan. 23

31 KEAMANAN KERJA9 Penularan TB terjadi karena percikan dahak infeksius di udara terhirup orang lain. Pemeriksaan dahak yang dilakukan sesuai prosedur standar oleh petugas laboratorium menjamin tidak akan berisiko penularan TB. Keamanan Kerja Laboratorium: 1. Selain petugas laboratorium tidak diperkenankan masuk ke dalam ruangan pemeriksaan laboratorium. (Petugas kebersihan dan teknisi alat hanya diperkenankan masuk setelah mempelajari keamanan kerja laboratorium dan mendapat izin dari pimpinan unit laboratorium) 2. Setiap petugas laboratorium hendaknya menyadari bahwa sedang bekerja dengan bahan-bahan yang berbahaya, karena itu harus mengenakan jas lab. 3. Dilarang makan, minum atau merokok di dalam ruangan laboratorium. 4. Dilarang memakai perhiasan pada tangan selama bekerja dan dilarang menyentuh wajah dengan tangan atau peralatan laboratorium. 5. Dilarang menggunakan pipet dengan mulut. 6. Setelah selesai bekerja, bersihkan meja kerja, peralatan dan lantai dengan disinfektan. 7. Bersihkan tangan setelah melakukan setiap kegiatan. Setelah menyelesaikan semua pekerjaan, cucilah tangan dengan sabun sampai bersih. 8. Tanggalkan jas lab sebelum meninggalkan ruangan laboratorium dan cuci tangan kembali 9. Pekerjaan administratif sebaiknya di kerjakan di luar ruangan laboratorium. 10. Ruangan harus mempunyai ventilasi yang baik. Bila ruang memakai AC, exhaust fan harus dipasang setiap 6 jam selama 30 menit. 11. Setiap orang yang bekerja di laboratorium dianjurkan melakukan pemeriksaan kesehatan secara berkala. 12. Penggunaan masker tidak menjamin keamanan kerja dan tidak diharuskan. Pengelolaan limbah : 1. Buang aplikator bambu, lidi lancip bekas pakai, dan kaca sediaan yang sudah tidak dipakai ke dalam ember yang telah dilapisi kantung plastik dan diisi disinfektan 2. Buka tutup pot dahak bekas, isi dengan desinfektan sama banyak dengan sisa dahak, tutup kembali lalu masukkan ke dalam ember yang telah dilapisi kantung plastik yang telah diisi disinfektan untuk dibuang 3. Untuk limbah cair (bekas pewarnaan) ditampung dulu dalam wadah yang diberi disinfektan sebelum dibuang. 4. Semua bahan bekas pakai direndam dalam disinfektan selama minimal 12 jam, 24

32 9KEAMANAN KERJA PANDUAN BAGI PETUGAS LABORATORIUM Tuangkan disinfektan ke dalam wadah dahak yang telah selesai diperiksa sebelum Buang wadah dahak yang telah diberi disinfektan ke dalam tempat pembuangan yang telah diberi Seluruh limbah yang telah direndam dalam disinfektan dibakar atau dikubur dalam lubang sedalam minimal 1,5 25

33 PEMANTAPAN MUTU Untuk menjamin ketepatan hasil pemeriksaan dahak mikroskopis, harus dilakukan kegiatan pemantapan mutu yang meliputi: 1. Pendidikan dan pelatihan 2. Pelaksanaan pemantapan mutu internal: persiapan penderita, pengumpulan dan penanganan spesimen, pemeliharaan alat/mikroskop, uji kualitas reagen / larutan pewarna, penyusunan prosedur tetap, dan pencatatan serta pelaporan. 3. Pelaksanaan pemantapan mutu eksternal : Melakukan uji silang/cross check. Mengikuti uji profisiensi/uji panel. Supervisi. 4. Melaksanakan praktek laboratorium yang benar. 5. Menindaklanjuti pemantapan mutu internal dan eksternal dengan kegiatan peningkatan mutu. 26

34 LAMPIRAN POT DAHAK YANG IDEAL Syarat : Sekali pakai. Bahan kuat, tidak bocor dan tidak mudah pecah. Tutup berulir, dapat menutup rapat. Plastik jernih/ tembus pandang. Mulut lebar, diameter 6 cm. Dapat ditulisi dengan pena per- X X X X Pot dahak yang tidak dianjurkan: Tidak tembus pandang Terlalu kecil Tutup tidak berulir 27

35 LAMPIRAN FORMULIR PERMOHONAN LABORATORIUM TB (TB 05) 28

36 LAMPIRAN FORMULIR REGISTER LABORATORIUM TB (TB 04) 29

37 LAMPIRAN DAFTAR TILIK PEMANTAPAN MUTU INTERNAL No. Kegiatan Ya* Tidak* 1. Mengikuti pelatihan pemeriksaan mikroskopis dahak dalam 3 tahun terakhir. 2. Memberi instruksi yang benar tentang cara mengeluarkan dahak pada pasien. 3. Menyediakan wadah dahak yang sesuai dengan persyaratan. 4. Ada SOP mengenai cara pemeriksaan mikroskopis dahak: Membuat apusan sesuai dengan SOP. Mewarnai sediaan apus menggunakan pewarnaan Ziehl Neelsen sesuai dengan SOP. Melakukan pembacaan sediaan apus sesuai SOP. Melaporkan hasil pembacaan sesuai SOP. 5. Melakukan uji kualitas reagen menggunakan kontrol positif (1+) dan negatif. 6. Melakukan pemeliharaan berkala mikroskop dan peralatan lain. 7. Tidak menggunakan reagensia kadaluarsa. 8. Pemeriksaan ulang oleh pengawas. 9. Menyimpan seluruh sediaan sekurangkurangnya selama 3 bulan (untuk cross check/uji silang). * Beri tanda ( ) pada kolom yang sesuai 30

38 LAMPIRAN MIKROSKOP BAGIAN-BAGIAN MIKROSKOP Bagian penting dari mikroskop adalah lensa okuler, lensa objektif, tabung mikroskop, makrometer/pengatur fokus kasar, mikrometer/pengatur fokus halus, revolver/lempeng objektif, lengan, meja sediaan, penjepit sediaan, skala, kondensor, pengatur iris/diafragma, penggeser sediaan dan pengatur lampu. a. Bagian mekanik 1) Kaki, bentuknya bermacam-macam tergantung pabrik pembuatnya, ada yang berbentuk V, bulat, segi empat. 2) Lengan menghubungkan kaki dan tabung mikroskop (untuk dipegang pada waktu mengangkat mikroskop). 3) Tabung mikroskop, menghubungkan antara lensa okuler dan lensa objektif, merupakan jalan cahaya. Pada mikroskop berprisma antara tabung mikroskop dan lempeng objektif terdapat lensa prisma. 4) Makrometer (Pengatur fokus kasar). Untuk menggerakkan meja sediaan ke atas dan ke bawah secara makro. 5) Mikrometer (Pengatur halus). Untuk menggerakkan meja sediaan ke atas dan ke bawah secara mikro sehingga objek dapat terlihat dengan lebih jelas. 6) Pengatur kondensor, untuk menggerakkan kondensor ke atas dan ke bawah. 7) Pengatur iris/diafragma, untuk mengatur kekuatan cahaya. 8) Meja sediaan, untuk meletakkan kaca sediaan. 9) Penjepit sediaan untuk menjepit kaca sediaan. 10) Penggeser sediaan, berfungsi menggeser kaca sediaan ke depan dan ke belakang atau ke kiri dan ke kanan untuk mendapatkan lapangan pandang yang baik. 31

39 LAMPIRAN MIKROSKOP 11) Skala, terletak pada meja sediaan berguna untuk menandai letak objek yang terlihat. 12) Lempeng objektif dengan 3 atau 4 lubang tempat lensa objektif melekat, dan dapat diputar. b. Bagian optik 1) Lensa okuler Lensa yang berhadapan dengan mata, terletak di ujung tabung mikroskop, dapat diangkat dengan menariknya ke atas. Ukuran pembesaran 5 x dan 10 x. Untuk pemeriksaan dahak BTA, digunakan yang 10 x. Fungsi dari lensa okuler memberikan perbesaran kedua kalinya pada benda/objek. 2) Lensa objektif Lensa objektif berada tepat di bawah tabung mikroskop, melekat pada lempeng objektif. Lensa ini berfungsi memberi pembesaran pertama pada benda. Terdapat objektif dengan perbesaran 10 x (pembesaran kecil), 40 x /45 x (pembesaran sedang) dan 100 x (pembesaran besar). Ukuran lensa dapat diatur dengan memutar lempeng objektif, bila kedudukan lensa sudah tepat akan terdengar bunyi klik. Untuk pembesaran 100 x sediaan harus ditetesi minyak emersi. 3) Kondensor Fungsi kondensor adalah memfokuskan cahaya agar menjadi kuat sehingga jatuh sebagai titik cahaya di atas sediaan. Kondensor dapat dinaik turunkan dengan memutar-mutar pengatur kondensor. Bila tidak memerlukan cahaya yang terlalu kuat maka kondensor diturunkan. Pada pemeriksaan dahak kondensor dinaikkan sampai maksimal. Pada kondensor terdapat juga tempat filter yang bersifat menyaring cahaya, tetapi pada pemeriksaan mikroskopik dahak, filter ini tidak digunakan. 4) Iris/Diafragma Terletak pada kondensor, berfungsi mengatur banyak sedikitnya cahaya 32

40 LAMPIRAN MIKROSKOP 33

41 yang masuk ke dalam mikroskop. Untuk pemeriksaan BTA diafragma harus dibuka maksimal. 5) Sumber cahaya Di bawah kondensor terdapat sumber cahaya yang dapat berupa cermin atau lampu. Untuk cahaya yang jauh, digunakan cermin datar, sedangkan untuk cahaya dekat (misalnya menggunakan lampu meja) digunakan cermin cekung. Untuk dapat melihat benda atau objek dengan mikroskop maka perlu diketahui prinsip kerja mikroskop dan cara penggunaannya. a. Prinsip kerja mikroskop Cahaya yang berasal dari sumber cahaya (cermin atau sinar lampu) diteruskan ke diafragma, kondensor dan kaca sediaan yang diperiksa. Cahaya dari lensa objektif diteruskan melalui tabung mikroskop ke lensa okuler dan selanjutnya diterima oleh mata sehingga objek terlihat. b. Cara menggunakan mikroskop untuk pemeriksaan dahak 1) Letakkan mikroskop di meja yang permukaannya datar, tidak licin dan dekat sumber cahaya. 2) Bila menggunakan sumber cahaya lampu : a) Atur tegangan lampu ke minimum. b) Nyalakan mikroskop memakai tombol ON. c) Sesuaikan dengan pelan-pelan sampai intensitas cahaya yang diinginkan tercapai. 3) Bila menggunakan cermin, arahkan cermin ke sumber cahaya. 4) Letakkan sediaan yang telah diwarnai ke atas meja sediaan. 5) Putar lempeng objektif ke objektif 10 x. 6) Atur dengan tombol pengatur fokus kasar dan pengatur fokus halus sampai sediaan terlihat jelas. Selalu gunakan tombol pengatur focus untuk menurunkan meja sediaan menjauhi LAMPIRAN MIKROSKOP 34

42 LAMPIRAN MIKROSKOP lensa 7) Sesuaikan jarak antar pupil sampai gambar kiri dan gambar kanan menyatu dengan cara menggeser-geser kedua lensa okuler karena setiap orang mempunyai jarak antar pupil yang berbeda-beda). 8) Fokuskan gambar dengan mata kanan dengan cara melihat ke dalam okuler kanan dan sesuaikan dengan tombol pengatur focus halus. 9) Fokuskan gambar dengan mata kiri dengan cara melihat ke dalam okuler kiri dan putar. cincin penyesuai diopter sampai didapatkan gambar yang paling jelas, baik untuk mata kiri maupun mata kanan. 10) Buka iris/diafragma sampai 70 80%, hingga lapangan pandang terang dengan merata. 11) Teteskan minyak imersi di atas sediaan (aplikator jangan menyentuh sediaan) dan putar lensa objektif 100 x ke tempatnya sampai berbunyi klik. 12) Fokuskan dengan menggunakan tombol pengatur fokus halus (jangan menggunakan tombol pengatur fokus kasar sebab dapat menyebabkan pecahnya lensa objektif maupun kaca sediaan) sampai didapatkan gambar yang paling jelas. 13) Gunakan pengatur tegangan lampu untuk mendapatkan cahaya yang tepat. 35

43 LAMPIRAN MIKROSKOP 14) Begitu sediaan selesai dibaca, putar objektif 100 x menjauhi kaca sediaan, tempatkan objektif 10 x di atas sediaan, lalu sediaan diambil. 15) Bila telah selesai, atur kembali pengatur tegangan lampu ke minimum dan matikan mikroskop dengan menekan tombol OFF. 16) Setiap selesai menggunakan mikroskop, bersihkan dengan hati-hati minyak emersi dari lensa objektif 100 x dengan menggunakan kertas lensa/kain halus, masukkan dalam kotak mikroskop yang telah dikontrol kelembabannya dengan menempatkan lampu 5 watt yang menyala. Perawatan mikroskop Jangan sekali-kali membongkar bagian dalam mikroskop. Membersihkan lensa Untuk membersihkan lensa sebaiknya gunakan Ethyl ether atau pembersih lensa yang sesuai anjuran pabrik. Beberapa bahan pembersih dapat merusak permukaan lensa atau melarutkan perekat lensa setelah digunakan beberapa waktu. Bahan pembersih Penggunaan jangka panjang Pengunaan sekali-sekali Rekomendasi pabrik Ethyl ether/ethanol Alkohol X Bensin X Aseton/ keton X Xylol X X Gunakan sesedikit mungkin cairan pembersih. Letakkan sedikit cairan pada kertas lensa untuk membersihkan. Kertas lensa adalah yang terbaik untuk membersihkan lensa, dapat pula digunakan kain halus (flannel). Kertas tissue dapat menggores permukaan lensa. 36

44 LAMPIRAN MIKROSKOP Sumber cahaya Jangan sekali-sekali menyentuh permukaan bola lampu dengan tangan telanjang, karena lemak kulit yang tertinggal akan mengurangi terangnya sinar. Gunakan kertas tissue/ kertas lensa/ pembungkus lampu untuk memegang bola lampu saat memasangnya ke mikroskop. Sebaiknya selalu tersedia cadangan lampu dan sekering. Pastikan voltase yang digunakan sesuai, 110V atau 220V, dan bilamana perlu gunakan stabilisator voltase. Harus ada ventilasi yang cukup agar panas yang dihasilkan lampu dapat diatasi. Sebelum menyalakan lampu, putarlah regulator voltase ke minimum. Setelah Penghembus udara Jangan menyentuh bola lampu saat memasang, gunakan tissue 37

45 Okuler harus tetap pada tempatnya, jamur atau debu dapat masuk melalui lubang kosong tempat objektif bila lensa tidak terpasang. Bila lensa ada yang hilang, tutup rapat dengan penutup yang tersedia. Bila gambar terlihat buram atau ada bintik hitam, periksa adanya debu atau kotoran pada lensa objektif, okuler, kondensor, dan kaca sumber cahaya. Bintik hitam bergerak bila okuler diputar, berarti debu pada okuler. Bintik hitam bila sediaan digerakkan, berarti debu pada kaca sediaan. Debu pada lensa dapat dihilangkan dengan menggunakan sikat halus atau dengan meniupkan udara dengan penghembus udara di atas permukaan lensa. Pemeliharaan bagian-bagian mekanik dari mikroskop Sulit digerakkan Hal ini terjadi karena akumulasi debu atau karena saluran penggeser/ rak dan/roda Jamur Jamur gigi telah menjadi kasar. Atasi dengan cara membersihkan kotoran dan meminyakinya dengan minyak gemuk/ silicone grease. Debu dibersihkan dengan penghembus tumbuh tumbuh di di bagian udara atau kuas, dapat pula dibersihkan dengan pelarut, misalnya bensin. bagian dalam Gangguan ini dapat pula terjadi akibat ada bagian yang melengkung. dalam kepala tabung Longgar Hal ini sering terjadi karena ulir kondensor telah aus. Laporkan pada teknisi alat. Pertumbuhan jamur LAMPIRAN MIKROSKOP Jamur yang tumbuh di lensa, tabung okuler dan prisma menyebabkan gambar 38

46 LAMPIRAN MIKROSKOP Kotak penghangat untuk menyimpan mikroskop Untuk pertukaran udara Penempatan bahan pengering 39

47 1. Periksa masing-masing pot dahak dengan menuliskan: - Nama Pasien - Tanggal Tutup masing-masing pot dalam Kantong bio-hazard secara bersamaan 3. Periksa ulang spesimen dengan formulir pemeriksaan 4. Letakkan kantong bio-hazard yang sudah disegel ke dalam kotak pengiriman 5. Letakkan formulir dan daftar asli ke dalam kantong segel 6. Aturlah pengiriman agar tidak bergerak 7. Kemudian masukkan kantong LAMPIRAN CARA PENGIRIMAN SEDIAAN APUS Kirimkan sediaan apus di dalam kotak sediaan. Bila tidak tersedia kotak sediaan lakukan pengiriman dengan cara berikut: Bungkus sediaan apus dengan kertas tissue satu persatu. 2. Ikat dengan karet agar gulungan tidak terlepas. Masukkan gulungan kedalam kantong plastik yang tertutup rapat kemudian masukkan kedalam amplop untuk dikirim ke laboratorium rujukan 40

48 LAMPIRAN INFORMASI UNTUK PASIEN 1. Dokter/perawat mengirim anda ke laboratorium karena mereka menduga bahwa mungkin anda mempunyai gejala TB. 2. Untuk mendiagnosa TB dibutuhkan 3 spesimen dahak yang akan dikumpulkan: - Pemeriksaan pertama - Esok paginya sebelum sarapan - Ketika kembali ke laboratorium keesokan harinya 3. Contoh kualitas dahak yang baik adalah dari paru-paru, bukan dari air liur atau lendir hidung. 4. Berkumur dengan air jika anda baru saja makan, atau jika anda memakai gigi palsu (cabut terlebih dahulu). 5. Untuk menghasilkan contoh dahak yang baik: - Tarik nafas dalam-dalam 2 sampai 3 kali, hembuskan dengan kuat setiap kali membuang nafas. - Batukkan yang dalam melalui dada. - Letakkan pot dalam keadaan terbuka dan tutupkan pada mulut untuk menampung spesimen dahak. - Tutup dengan rapat bila telah selesai. 6. Anda mungkin diminta untuk mengulang pengumpulan dahak untuk mempe- 41