pemeliharaan Gelidium latifolium berlangsung dari bulan Juni sampai Juli Rangkaian penelitian dilakukan di Laboratorium Mikroalga, Surfactant

Transkripsi

1 3. BAHAN DAN METODE 3.1 Waktu dan Lokasi Penelitian Penelitian ini dilakukan pada bulan Februari sampai Juli Waktu pemeliharaan Gelidium latifolium berlangsung dari bulan Juni sampai Juli Kegiatan penelitian meliputi tahap persiapan media kultivasi dan bibit makroalga, kultivasi menggunakan injeksi, pengukuran kualitas air, pengamatan pertumbuhan makroalga, dan uji kadar karbohidrat sebelum serta setelah kultivasi. Rangkaian penelitian dilakukan di Laboratorium Mikroalga, Surfactant and Bioenergy Research Center (SBRC), Institut Pertanian Bogor, Bogor. Sampel Gelidium latifolium diperoleh dari perairan Ujung Kulon, Banten. 3.2 Alat dan Bahan Alat yang digunakan dalam uji kadar karbohidrat Gelidium latifolium pada kultivasi menggunakan injeksi tersaji pada Tabel 1. Tabel 1. Alat-alat uji kadar karbohidrat Gelidium latifolium No. Nama Alat Keterangan 1. Alat hidrolisis Temperatur 300 C 2. Neraca analitik Kapasitas gram 3. Labu didih 500 ml 4. Labu takar 500 ml 5. Kertas saring 6. Corong 7. Pipiet volumetrik 10 ml dan 25 ml 8. Gelas ukur 100 ml 9. Labu erlemeyer 500 ml 10. Biuret 100 ml 18

2 19 Alat yang digunakan dalam penelitian laju pertumbuhan biomassa Gelidium latifolium pada kultivasi menggunakan injeksi tersaji pada Tabel 2. Tabel 2. Alat-alat penelitian laju pertumbuhan Gelidium latifolium No. Nama Alat Spesifikasi Keterangan 1. Akuarium kaca Dimensi 20x20x30, tebal 15 buah kaca 5 mm 2. Styrofoam Dimensi 19x19x1,5 Penutup akuarium 3. Selang aerasi Diameter 5 mm Warna bening 4. Tali nilon Panjang 25 cm 30 buah 5. Karet kaca 30 buah 6. Pompa aerator Resun LP-60 air pump 7. Batu aerasi 15 buah 8. Mixing chamber Diameter 20 cm, tinggi 38 cm Bentuk tabung 9. Tabung Regulator Morris FL 10. Kompresor Viva air compressor E US Model SP Flow meter Dwayer RMA-12-SSV Satuan cc/menit 12. Batu aerasi 9 buah 13. Neraca digital ACIS-AD-2100H Kapasitas gr 14. Refraktometer ATAGO S/Mill-E Salinitas ph meter HANNA instrument 16. Termometer Satuan ⁰C 17. Gelas ukur Volume 250 ml 3 buah 18. Gelas erlemeyer Volume 1000 ml 1 buah 19. Sirink Volume 3 ml 1 buah 20. Orsat Apparatus Pelarut KOH 21. Kantong Dimensi 20x28 cm 6 buah 22. Alat pemotong Gunting dan cutter 23. Penggaris Panjang 30 cm

3 20 Beberapa alat yang digunakan dalam penelitian tersaji pada Gambar 3. (a) (b) (c) (d) (e) (f) (g) (h) (i) Gambar 3. Alat penelitian; (a) Akuarium (b) Mixing chamber (c) Tabung (d) Neraca (e) Flow meter (f) Orsat Apparatus (g) Refraktometer (h) ph meter (i) Kantong

4 21 Bahan yang digunakan dalam uji kadar karbohidrat Gelidium latifolium sebelum dan setelah kultivasi tersaji pada Tabel 3. Tabel 3. Bahan-bahan uji kadar karbohidrat Gelidium latifolium No. Nama Bahan Keterangan 1. Gelidium latifolium kering 5 gram 2. HCL 3% 200 ml 3. Indikator PP 3 tetes 4. Aquades 5. NaOH 30% 6. Luff school 25 ml 7. Larutan KI 20% 10 ml 8. Larutan 25% 25 ml 9. Larutan Na-tiosulfat 0.1 N 10. Indikator kanji 0,5% 5 tetes Bahan yang digunakan dalam penelitian laju pertumbuhan biomassa Gelidium latifolium pada kultivasi menggunakan injeksi tersaji pada Tabel 4. Tabel 4. Bahan-bahan penelitian laju pertumbuhan Gelidium latifolium No. Nama Bahan Spesifikasi Keterangan 1. Gelidium latifolium ± 3 gram 30 ikat 2. Air laut 8 liter /akuarium 15 akuarium 3. 0,1262 gram Penentu normalitas NaOH 4. Nutrien TSP, ZA,Urea 15 ppm, 30 ppm, 30 ppm 5. Murni dan campuran 4 bar 6. NaOH 0,8 gram 0,02 N 7. Indikator PP 3-4 tetes/titrasi

5 22 Beberapa bahan yang digunakan dalam penelitian tersaji pada Gambar 4. (a) (b) (c) Gambar 4. Bahan penelitian; (a) Gelidium latifolium (b) NaOH dan PP (c) Nutrien 3.3 Metode Penelitian Penelitian ini diawali dengan melakukan persiapan media kultivasi dan bibit makroalga. Tahapan kedua adalah pemeliharaan makroalga dalam akuarium kultivasi serta diberikan perlakuan injeksi Tahapan ketiga adalah analisis konsentrasi dengan jumlah yang berbeda-beda. terlarut dan sisa dari sampel air media kultivasi serta kualitas air, yaitu temperatur, salinitas, dan derajat derajat keasaman. Tahapan keempat adalah mengukur laju pertumbuhan biomassa Gelidium latifolium diukur dari data pertumbuhan bobot. Tahapan terakhir adalah pengujian kadar karbohidrat biomassa sebelum dan sesudah kultivasi Persiapan media kultivasi dan bibit Akuarium yang digunakan pada penelitian ini berjumlah 15 buah dengan ukuran 20x20x30. Akuarium terbuat dari bahan kaca dan memiliki ketebalan 5 mm. Volume air laut yang digunakan di setiap akuarium adalah sebanyak 8 liter. Pertama-tama akuarium disterilkan dengan alkohol 70% kemudian

6 23 dikeringkan. Setelah kering, akuarium diisi air laut yang telah disaring menggunakan plankton net untuk mengurangi organisme mikroskopik masuk. Air diaerasi menggunakan pompa aerator yang disambungkan menggunakan selang aerasi. Selain itu, untuk mengatur besar gelembung udara dalam air digunakan batu aerasi pada ujung selang. Akuarium yang berjumlah 15 buah dibagi menjadi lima untuk setiap perlakuan dan setiap perlakuan terdapat tiga ulangan. Media akuarium diletakan di ruangan yang temperaturnya distabilkan, yaitu pada ruangan AC dengan temperatur 23 ⁰C. Setelah media kultivasi disiapkan, selanjutnya menyiapkan bibit makroalga Gelidium latifolium. Bibit tidak langsung diberikan perlakuan namun diaklimatisasi terlebih dahulu selama 1-3 hari. Aklimatisasi merupakan proses penyesuaian sampel sebelum diberikan perlakuan tertentu. Hal ini bertujuan agar sampel tidak stress dan bisa hidup di lingkungan ex-situ dengan baik. Sampel Gelidium latifolium dicuci untuk menghilangkan substrat lumpur dan parasir. Selain itu, alga asosiasi yang menempel dibersihkan agar tidak menghambat pertumbuhan sampel. Sebelum dilakukan perlakuan injeksi dengan jumlah yang berbedabeda pada makroalga, hal yang paling penting adalah pemilihan bibit yang akan dikultivasi. Bibit makroalga harus muda, bersih, dan segar supaya memberikan pertumbuhan yang optimum. Bibit yang baik berasal dari induk yang sehat, segar, dan bebas dari jenis lain (Indriani dan Sumiarsih, 1999). Bibit yang telah dipilih kemudian ditimbang untuk menyeragamkan bobotnya dengar bobot rata-rata. Setelah ditimbang, bibit diikat dengan tali dan ditambahkan pemberat agar tidak melayang-layang saat berada di air. Setiap akuarium diisi dengan dua ikat

7 24 makroalga masing-masing 3 gram, sehingga dibutuhkan 30 ikat makroalga. Media dan bibit makroalga Gelidium latifolium pada saat kultivasi disajikan pada Gambar 5. Gambar 5. Akuarium dan bibit Gelidium latifolium Kultivasi dengan injeksi Kultivasi Gelidium latifolium dilakukan selama 6 minggu di lingkungan yang terkontrol yaitu pada akuarium berisi air laut yang diganti selama 2 minggu sekali. Penggantian air bertujuan untuk menjaga kualitas air karena akuarium tidak menggunakan sistem resirkulasi atau filter. Pertumbuhan makroalga memerlukan nutrien sehingga dilakukan pemberian nutrien selama kultivasi sebanyak 3 kali dalam 2 minggu. Setiap akuarium mendapatkan jumlah nutrien yang sama. Nutrien yang diberikan adalah TSP, urea dan ZA. Tabel 5. menunjukkan banyaknya nutrien yang digunakan selama kultivasi Gelidium latifolium.

8 25 Tabel 5. Konsentrasi dan massa nutrien untuk kultivasi Gelidium latifolium No. Jenis Pupuk Konsentrasi Massa 1. TSP 15 ppm 0,12 gr 2. ZA 30 ppm 0,24 gr 3. Urea 30 ppm 0,24 gr Selain nutrien, makroalga juga membutuhkan cahaya untuk berfotosintesis. Cahaya membantu makroalga menguraikan O menjadi dan dalam reaksi fotolisis yang terjadi di dalam grana. Ion ditangkap oleh untuk menghasilkan biomassa tubuh makroalga berupa pertumbuhan thallus. Karbondioksida digunakan sebagai bahan pokok dalam penelitian ini, dengan melihat pengaruh penambahan karbondioksida atau injeksi dengan volume yang berbeda-beda terhadap laju pertumbuhan Gelidium latifolium. Penelitian ini dilakukan dengan menggunakan 1 kontrol serta 4 perlakuan dan 3 kali ulangan. Adapun kelima perlakuan tersebut adalah sebagai berikut: 1. Kontrol yaitu dengan hanya diberikan aerasi terus-menerus. 2. Perlakuan P1 dengan injeksi sebanyak cc (200 cc x 10 menit per 3 hari) dan aerasi. 3. Perlakuan P2 dengan injeksi sebanyak cc (200 cc x 15 menit per 3 hari) dan aerasi. 4. Perlakuan P3 dengan injeksi sebanyak cc (200 cc x 10 menit per 3 hari) tanpa aerasi. 5. Perlakuan P4 dengan injeksi sebanyak cc (200 cc x 15 menit per 3 hari) tanpa aerasi.

9 26 Injeksi sebagai sumber karbon berasal dari murni dan gas kompresor dengan tekanan masing-masing sebesar 2 bar. Kedua sumber gas tersebut digabungkan pada sebuah tabung pencampur yaitu mixing chamber. Keluaran dari mixing chamber sebesar 2x100 cc/menit yang dialirkan ke dalam akuarium menggunakan selang aerasi berdiameter 5 mm. Akuarium ditutup dengan menggunakan styrofoam untuk mencegah terjadinya difusi gas yang tidak dikehendaki. Pengukuran sisa dilakukan pada perlakuan P3 dan P4. Karbondioksida pada kedua perlakuan tersebut ditampung menggunakan kantong yang dipasang bersamaan saat awal injeksi dan diukur menjelang sore hari. Proses injeksi ke dalam akuarium kultivasi tersaji pada Gambar 6. Gambar 6. Kultivasi Gelidium latifolium dengan injeksi

10 Analisis kandungan Nilai konsentrasi yang diinjeksikan dapat diketahui dengan melihat flowmeter saat perlakuan yaitu sebesar 2x100 cc/menit. Karbondioksida yang bercampur dengan air akan bereaksi dan menjadi terlarut. Metode pengukuran penentuan terlarut yang digunakan adalah metode titrasi dengan NaOH atau. Metode pengukuran terlarut tersaji pada Gambar 7. NaOH 0,8 gram Dilarutkan dengan 1 Liter aquades Standarisasi oleh larutan Didapat normalitas NaOH (0,02 N) Sampel air 25 ml Indikator pp 4 tetes Tittrasi NaOH 0,02 N Gambar 7. Metode pengukuran terlarut Keadaan asam akan ditunjukkan apabila air sampel tidak mengalami perubahan warna saat ditetesi indikator PP. Titrasi dilakukan sampai warna air sampel berubah menjadi merah muda selama 30 detik.

11 28 Perhitungan konsentrasi terlarut menggunakan rumus (Boyd, 1982) :. (7) Keterangan : = konsentrasi terlarut (mg/l) ml titran = volume NaOH (ml) N titran = normalitas NaOH (0,02 N) Jumlah yang tersisa pada perlakuan P3 dan P4 dapat diketahui mengacu pada jumlah gas yang tertampung pada kantong, yang kemudian diukur menggunakan Orsat Apparatus. Gambar 8. menunjukkan bagian-bagian dari alat Orsat Apparatus yang berfungsi untuk mengukur sisa Gambar 8. Bagian-bagian Orsat Apparatus Orsat Apparatus memiliki tiga tabung dengan masing-masing fungsi berbeda. Perbedaan fungsi disebabkan oleh jenis larutan yang terdapat di dalammnya. Tabung I berisi larutan Cu, tabung II berisi larutan asam kalium pirogalik, dan tabung III berisi larutan KOH.

12 29 Cara penggunaan: 1. Set ketiga tabung I, II, III pada ketinggian tertentu dengan membuka kran A, B, C dan mengatur tinggi larutan pada tabung I, II, III dengan menaik-turunkan gelas B, kemudian tutup kran A, B, C setelah didapat tinggi yang diinginkan. Posisi ini ditetapkan sebagai titik acuan. 2. Naikan air yang ada pada tabung C sampai ketinggian air mencapai 50 ml dengan cara membukakan keran H. 3. Ambil gas buangan ( ) dari saluran gas buangan untuk diukur, salurkan melalui selang yang dimasukan ke dalam pipa H. 4. Buka kran H sehingga gas buangan akan masuk dan mengakibatkan tinggi air yang ada di tabung ukur C akan berkurang. 5. Setelah tinggi air pada tabung ukur turun sebanyak 50 ml (mencapai angka 0) tutup kran H dan artinya sudah memasukan volume gas sebanyak 50 ml. 6. Untuk mengukur kandungan buka kran C supaya gas buangan bereaksi dengan larutan pada tabung III, yaitu KOH dengan menaikturunkan gelas B sebanyak 5-7 kali. 7. Setelah 5-7 kali, kembalikan posisi larutan III ke posisi acuan pada set awal dan tutup kran C setelah didapatkan posisi yang diinginkan. 8. Baca kenaikan permukaan air pada tabung ukur C. Kenaikan permukaan merupakan volume yang ada pada 50 ml gas buangan yang kita ukur.

13 Pengukuran parameter kualitas air Pengukuran parameter kualitas air dilakukan setiap 3 hari sekali bersamaan dengan pemberian. Parameter yang diukur adalah temperatur, salinitas, dan derajat keasaman (ph). Temperatur diukur menggunakan termometer Celcius. Salinitas diukur menggunakan refraktometer dengan satuan permil ( ). Derajat derajat keasaman (ph) diukur menggunakan ph meter digital. Pengukuran kualitas air biasanya dilakukan setelah jam tiga sore dengan memperhitungkan aktivitas fotosistesis yang dilakukan oleh makroalga Pengukuran laju pertumbuhan biomassa Pengukuran laju pertumbuhan biomassa harian makroalga yang dikultivasi dihitung berdasarkan rumus (Dawes et al., 1993) : (8) Laju pertumbuhan relatif dihitung dengan rumus :... (9) Keterangan : DGR = laju pertumbuhan harian makroalga (%) per hari RGR = laju pertumbuhan relatif makroalga (%) = bobot akhir makroalga pada saat t hari (gram) = bobot awal makroalga pada saat penanaman (gram) t = periode kultivasi makroalga (hari)

14 Uji Kadar Karbohidrat Uji kadar karbohidrat dilakukan dengan menggunakan proses hidrolisis asam. Berikut adalah tahapan proses uji kadar pati Gelidium latifolium dapat dilihat pada Gambar 9. Gelidium latifolium kering 5 gram Hidrolisis dengan HCL 3% selama 3 jam Biarkan sampai dingin Penambahan indikator PP Penetralan dengan (NaOH 4N) sampai berwarna merah muda Pengenceran sampai 500 ml Menyaring sampai 10 ml + Luff schrool 25 ml + aquades 15 ml Didihkan 10 menit (endapan merah bata) Setelah dingin + KI 30% 10 ml dan 25% 25 ml Titrasi menggunakan Na-tiosulfat 0,1 N Menambahkan kanji 2% (biru tua) Titrasi sampai berwarna putih susu Gambar 9. Proses uji kadar karbohidrat Gelidium latifolium

15 32 Uji karbohidrat di atas adalah metode yang resmi ditetapkan oleh BSN dalam SNI yaitu analisis total karbohidrat dengan menggunakan metode Luff Schrool. 3.5 Analisis Data Penelitian ini menggunakan model Rancangan Acak Lengkap dengan lima perlakuan dan enam kelompok. Data dianalisis secara statistik menggunakan Analisis Ragam (ANOVA) pada selang kepercayaan 95%. ANOVA adalah teknik analisis statistik yang dapat memberikan jawaban atas ada tidaknya skor pada masing-masing kelompok, dengan suatu resiko kesalahan sekecil mungkin (Irianto, 2004). Menurut Mattjik dan Sumertajaya (2002) persamaan Rancangan Acak Kelompok adalah sebagai berikut : μ (10) Keterangan: = perlakuan injeksi (ke-i) dan kelompok minggu (ke-j) μ = nilai tengah umum = pengaruh akibat perlakuan injeksi (ke-i) = pengaruh kelompok minggu (ke-j) = kesalahan perlakuan percobaan pada perlakuan jenis bahan organik (ke-i) dan ulangan (ke-j) Untuk melihat pengaruh perbedaan perlakuan terhadap laju pertumbuhan Gelidium latifolium, dilakukan analisis ragam dengan uji F. Setelah didapatkan hasil beda nyata, dilanjutkan dengan uji lanjut Duncan untuk membandingkan semua pasangan perlakuan yang ada (Boer, 2008). Uji Duncan didasarkan pada

16 33 sekumpulan nilai beda nyata yang ukurannya semakin besar tergantung pada jarak pada pangkat-pangkat dari dua nilai tengah yang dibandingkan. Selain itu, dilakukan uji regresi agar bida mengetahui pola pertumbuhan pada hari tertentu dengan variabel x sebagai periode kultivasi dan variabel y sebagai besar laju pertumbuhan biomassa harian Gelidium latifolium.