MATERI PRAKTIKUM BIOKIMIA VETERINER 1 : 2015

MATERI PRAKTIKUM BIOKIMIA VETERINER 1 : 2015 (Edisi revisi 1) Disusun oleh : Dr. drh. Hamong Suharsono, M.Kes. Tim Pengasuh Mata Kuliah Biokimia Veteriner FKH Universitas Udayana Pengantar : Materi praktikum biokimia veteriner ini disusun sedemikian agar sesuai dengan peralatan dan fasilitas yang dimiliki oleh Laboratorium Biokimia Veteriner Fakultas Kedokteran Hewan Universitas Udayana. Banyak materi yang sebenarnya sudah jauh tertinggal dengan kemajuan ilmu pengetahuan di bidang biokimia dan biologi, tetapi jika materi dalam praktikum ini dilakukan dengan benar dan cermat, maka masih bisa dipertanggung jawabkan hasilnya. Biokimia veteriner 1 banyak membahas mengenai fenomena dasar yang ada dalam kehidupan seperti karakter cairan hayati (cairan yang ada dalam tubuh mahluk hidup), karakter bahan hayati seperti buah, daging, dan berbagai sifat hasil industri bahan hayati (keju, margarin, mentega, air susu, dan lain-lain). Diharapkan dari praktikum biokimia 1 ini, mahasiswa mengetahui karakter berbagai bahan hayati yang ada relevansinya dengan biologi, industri, dan disiplin ilmu veteriner pada khususnya. Hal ini bertujuan agar mahasiswa memiliki pandangan yang luas terhadap kegunaan belajar biokimia serta cakupan lahan pekerjaan apa saja yang bisa didapat dari penguasaan ilmu ini. PENGANTAR PRAKTIKUM Sebelum anda memulai praktikum biokimia, ada baiknya anda memahami beberapa aturan main di laboratorium biokimia. Aturan tersdebut diantaranya ialah : 1. Laboratorium biokimia FKH UNUD adalah milik civitas academika FKH UNUD, oleh sebab itu menjadi tanggung jawab kita semua untuk menjaga dan memeliharanya. 2. Laboratorium harus dalam keadaan selalu bersih dan rapih, alat dan bahan / zat kimia tertata dengan rapih pada tempatnya. Perhatikan, dalam menaruh bahan kimia yang khusus seperti bahan keras, harus ditaruh di tempat khusus pula. Contohnya lemari asam / basa 1

keras untuk menyimpan asam / basa keras. Pastikan, semua bahan kimia harus dalam keadaan tertutup rapat, terutama yang bersifat volatil / mudah menguap. 3. Laboratorium harus memiliki seorang teknisi (minimal) yang sudah memiliki pengetahuan mengenai kimia (minimal lulusan sekolah menengah analis kimia / diploma 1 kimia). Ini belum ada di FKH UNUD. Teknisi ini akan bertanggung jawab terhadap penataan berbagai bahan kimia di laboratorium. 4. Laboratorium harus dalam keadaan siap pakai, dalam arti kata tidak ada peralatan yang rusak / tidak berfungsi. Pemeriksaan berkala terhadap berbagai peralatan harus dilakukan secara rutin. 5. Laboratorium tidak boleh digunakan untuk kegiatan lain yang non teknis seperti rapat / kegiatan lain yang melibatkan peserta yang tidak semestinya (seperti pegawai administrasi / orang lain yang tidak ada sangkut pautnya dengan ilmu kimia / biokimia). 6. Penggunaan laboratorium untuk tujuan lain harus seijin dosen / penanggung jawab laboratorium / Kepala Laboratorium. 7. Bagi yang akan menggunakan laboratorium untuk tujuan penelitian / pelatihan, kegiatan itu juga harus sepengetahuan teknisi laboratorium biokimia. 8. Beberapa kegiatan di laboratorium seperti penelitian atau pelatihan mungkin akan dikenakan biaya pengganti bahan habis atau barang yang rusak akibat kegiatan tersebut. Besarnya biaya akan ditetapkan kemudian. 9. Tidak diperkenankan merokok / makan / minum di laboratorium biokimia veteriner. PRAKTIKUM I : SIFAT FISIKOKIMIAWI CAIRAN HAYATI Pengantar praktikum Sifat biofisik cairan hayati merupakan salah satu aspek yang sangat penting dalam menunjang berbagai proses kehidupan. biofisis yang terjadi dalam mahluk hidup. Disini mahasiswa mempelajari aspek-aspek kimia Dalam kenyataannya, banyak sekali aspek kimia biofisis yang terjadi dalam tubuh mahluk hidup seperti mekanisme kontraksi jantung yang melibatkan aliran listrik dan pompa natrium-kalium (Na-K pump), aspek impuls dalam saraf yang dapat diidentikan dengan aliran listrik pada kabel dan lain.lain. 2

Dalam topik praktikum biokimia umum 1 ini topik bahasan difokuskan pada peran air dalam sistim biologi yang membentuk cairan tubuh. Selain itu juga, banyak fenomena yang dihasilkan akibat interaksi air dengan berbagai bahan kimia dalam tubuh. Sebagai bahan percobaan juga banyak digunakan cairan biologis seperti serum, darah, empedu dan lain-lain. Meskipun kebanyakan percobaan dilakukan in vitro (di luar sistim mahluk hidup) tapi fenomena tersebut umumnya mendekati sistim in vivo (di dalam sistim mahluk hidup). Banyak aspek klinik yang terkait pada fenomena ini diantaranya pengukuran berat jenis darah yang secara tidak langsung mencerminkan konsentrasi hemoglobin dalam eritrositnya (metoda Van Slyke). Percobaan ini sering dilakukan pada unit-unit transfusi darah pada manusia, terutama sangat penting bagi calon donor darah. Beberapa percobaan yang akan dilakukan di bawah ini mencerminkan fenomena air dalam sistim biologis. Tugas praktikum : coba anda amati air, air seni (urin) sapi, serum atau plasma darah sapi, dan empedu sapi. Uji juga berbagai karakter fisik zat-zat tersebut seperti : kekentalan (dengan cara menggoyang tabung yang berisi cairan tersebut), kelicinan yang dihasilkan (dengan cara mencelupkan jari dan memegang cairan tersebut dengan kedua jari anda). Pertanyaan : Dari hasil pengamatan anda, apa perbedaan air dan cairan biologis? 1.1 Pengukuran Berat jenis (BJ) cairan Prinsip : Penentuan BJ cairan sangat dipengaruhi oleh suhu, semakin tinggi suhu cairan tersebut, umumnya BJ-nya akan semakin ringan dan sebaliknya. Hal ini disebabkan oleh sifat air yang memang mendominasi hampir semua cairan biologis. Meskipun perubahan ini relatif kecil, tapi untuk ilmu seperti fisika, hal ini sangat berarti. Oleh sebab itu perlu suhu baku tertentu dimana BJ cairan tersebut dapat ditetapkan dan suhu ini biasanya bergantung suhu dari alat yang dipakai. Oleh sebab itu perlu adanya kalibrasi dalam pengukuran BJ cairan. Alat-alat dan bahan yang diperlukan : urinometer, larutan NaCl fisiologis (larutan NaCl 0,85%) dan urin dari berbagai hewan (sapi, babi, kambing dan manusia). Prosedur : Sebelum diukur suhu cairan tersebut ditera dulu menggunakan termometer. Catat suhu cairan dan cairan ditaruh dalam gelas ukur khusus untuk urinometer (isi kurang lebih 3/4 tinggi gelas), kemudian dimasukan urinometer hingga ia terapung di dalam gelasnya. Hatihati jangan sampai urinometer menyentuh dinding tabungnya. Baca skala yang disentuh oleh 3

permukaan urin (dasar meniskusnya) hasil inilah yang disebut dengan BJ terbaca. Umumnya urinometer ditera pada suhu tertentu (biasanya 15.5 o C) oleh sebab itu harus dilakukan kalibrasi. Kalibrasi menggunakan rumus (lihat buku kimia biofisika) sebagai berikut : BJ sesungguhnya = BJ terbaca ± 1/3 x (suhu cairan suhu tera) x 0,001 Penggunaan tanda + jika suhu cairan di atas suhu tera dan penggunaan tanda - jika suhu urin di bawah suhu tera. Ukurlah BJ larutan NaCl fisiologis dan BJ urin sapi, babi, manusia dan hewan lain yang anda dapatkan. 1.2 Tegangan permukaan : Tetesan cairan biologis. Prinsip : Permukaan cairan cenderung untuk mengkerut untuk mencapai luas seminimal mungkin (mengapa?). Setiap usaha yang bertujuan memperbesar luas permukaan tersebut dapat ditahan oleh permukaan cairan dan daya tahan terhadap usaha ini yang dikenal dengan tegangan permukaan. Aspek klinik tegangan permukaan bermacam-macam, salah satunya ialah kemampuan darah melewati kapiler pembuluh yang sangat halus dimana dalam kapiler tersebut, paraktis tekanan pompa dari jantung tidak ada lagi. Sifat tegangan permukaan merupakan salah satu sifat yang menyebabkan darah, juga limfe dapat memasuki jaringan melalui pembuluh kapiler yang sangat halus untuk memberi nutrisi dan mengambil sisa metabolisme dari sel berupa CO 2 dan metabolit lainnya seperti asam laktat. Adanya penimbunan lipid pada kapiler darah menyebabkan aliran darah terganggu dan sering menyebabkan kematian lokal (infark atau nekrosis) dari jaringan yang semestinya mendapatkan nutrisi. Pembentukan tetesan merupakan cara sederhana untuk mengamati fenomena tegangan permukaan cairan, dan tegangan permukaan suatu cairan dapat dicerminkan dengan bentuk tetesan yang terjadi saat sebelum ia jatuh. Selain itu tegangan permukaan juga dapat dicerminkan dengan jumlah tetesan yang terjadi per satuan waktu tertentu. Adanya komponen terlarut dalam cairan sering mempengaruhi tegangan permukaannya. 4

Alat dan bahan : Pipet, tabung reaksi, air, urin berbagai hewan, serum atau plasma berbagai hewan dan empedu berbagai hewan. (sapi, babi dan lain-lain) dan penunjuk waktu (stop watch atau sejenisnya). Prosedur pengamatan bentuk tetesan : Masing-masing dipipet cairan-cairan tersebut, secara perlahan-lahan dikeluarkan hingga menggantung di ujung lubang pipet (usahakan agar tetesan dapat menggantung selama mungkin pada ujung pipet dan tidak jatuh). Perhatikan bentuk tetesan yang terjadi dari masing-masing cairan dan catat hasilnya, lalu bandingkan satu sama lain. Apa kesimpulan anda?. Prosedur pengamatan jumlah tetesan : Caranya sama dengan percobaan di atas, hanya disini diamati jumlah tetesan yang terjadi dalam selang waktu tertentu (30 detik atau satu menit). Usahakan tetesan yang terbentuk ialah benar-benar berupa tetesan (jadi tidak berupa aliran air dari mulut pipet). Perhatikan jumlah tetesan dari berbagai cairan yang terjadi dalam selang waktu tersebut dan catat, lalu bandingkan satu sama lain. Apa kesimpulan anda?. Pertanyaan : adakah perbedaan antara bentuk dan jumlah tetesan cairan yang anda uji di praktikum sehubungan dengan karakter tegangan permukaannya? Jelaskan jawaban anda!! PRAKTIKUM II : KARBOHIDRAT 2.1 Pengantar Karbohidrat banyak terdapat dalam jaringan tubuh hewan, keberadaannya bisa dalam bentuk polisakarida (glikogen);, oligosakarida (bercabang atau tidak bercabang) yang umumnya terdapat pada permukaan biomembran sel dan monosakarida (glukosa darah). Pengujian karbohidrat dalam klinik banyak dilakukan terutama tehadap kadar glukosa darah dan urin untuk pemantauan kasus diabetes melitus dan insufisiensi pankreas. Akhir-akhir ini pemantauan oligosakarida pada permukaan biomembran sel memegang peranan penting, bermacam-macam tujuan experimental dan diagnostik dapat diketahui. Lektin berperan besar dalam membedakan berbagai oligosakarida permukaan sel. Tujuan experimental diantaranya untuk mengetahui tingkat diferensiasi dan asal usul sel-sel tubuh, ini dapat dideteksi berdasarkan komponen oligosakarida permukaan yang mirip atau berbeda. Tujuan eksperimental lainnya (dapat juga bersifat diagnostik) ialah mencari asal usul sel tumor yang 5

tumbuh di suatu organ berdasarkan kemiripan komponen oligosakarida permukaan selnya dengan sel yang telah diketahui. Dalam praktikum ini akan dipelajari beberapa sifat dasar karbohidrat sebagai dasar untuk uji-uji lanjutan dalam klinik, meskipun sederhana tapi uji-uji ini dapat digunakan secara kualitatif di klinik dan berdaya guna untuk menunjang diagnostik. 2.2 Uji reduksi Salah satu sifat dari monosakarida ialah kemampuannya mereduksi ion anorganik kupri dalam suasana alkalis atau alkalis lemah. Uji reduksi bertujuan mengetahui bagaimana mekanisme reaksi reduksi yang dilakukan oleh monosakarida terhadap ion kupri (Cu 2+ ). Percobaan 1.2 ini bertujuan untuk mengamati peranan berbagai zat seperti CuSO 4, Na 2CO3, dan Na-sitrat dalam menghasilkan suatu sistem oksidator yang efektif untuk berbagai jenis karbohidrat. Larutan ion kupri biasanya terlarut dalam bentuk larutan CuSO 4, dimana suasananya bersifat asidis, karena peranan ion sulfat. Dalam suasana alkalis lemah yang mengandung larutan Na 2CO 3 encer, larutan ion kupri relatif stabil, dalam arti kata tidak mengendap, karena terbentuk senyaawa kompleks Cu(OH) 2 yang berwarna biru langit. Larutan Cu(OH) 2 bisa berperan sebagai CuO yang bersifat oksidator, karena ia mengalami reaksi kesetimbangan : Cu(OH) 2 CuO + H 2O. Larutan Cu(OH) 2 tidak stabil, dalam arti kata jika dipanaskan, maka ia mengendap sebagai endapan hitam Cu. Coba anda perhatikan langkah-langkah ini dalam reaksi yang dicoba di praktikum. Jika ditambahkan senyawa organik yang bersifat sebagai kelator (asam sitrat atau asam tartrat), maka larutan Cu(OH) 2 ini stabil, sekalipun dipanaskan tidak akan membentuk endapan Cu yang berwarna hitam. Inilah yang menjadi dasar dalam pembuatan reagens pereduksi seperti reagens Benedict untuk menguji keberadaan karbohidrat. Bahan : Larutan CuSO 4.5H 2O 1 % Larutan Na 2CO 3 1% Larutan NaOH 1% Larutan Mono natrium sitrat 1% Alat : Pipet tetes. Bunsen Rak tabung reaksi 6

Larutan glukosa 1% Larutan fruktosa 1% Prosedur : 1. Camprkan 3 cc larutan glukosa 1% dengan 3cc larutan CuSO 4.5H 2O 1 %, lalu panaskan. Perhatikan apa yang terjadi. 2. Campurkan 3cc larutan CuSO 4.5H 2O 1 % dengan 3 cc larutan NaOH 1%, perhatikan warna yang terbentuk. Lalu dipanaskan, lihat apakah ada perubahan?. 3. campurkan 3cc larutan no. 2 di atas dengan 1 cc larutan glukosa 1%, lalu panaskan. Perhatikan apa yang terjadi. 4. Campurkan 3 cc larutan CuSO 4.5H 2O 1 % dengan 3 cc larutan Na 2CO 3. Perhatikan warna yang terbentuk. Lalu dipanaskan, perhatikan apakah ada perubahan?. 5. Campur 3 cc larutan no. 4 di atas dengan 1 cc larutan glukosa 1%. Panaskan, perhatikan warna yang terbentuk. 6. Tambahkan 3 cc larutan mononatrium sitrat ke larutan No. 4 Perhatikan warna yangb terbentuk. Lalu dipanaskan, perhatikan warna yang terbentuk 7. campur 3 cc. larutan no. 6 dengan 1 cc larutan glukosa 1%, lalu panaskan. Perhatikan, warna yang terbentuk. 2.3 Test Benedict Teori : Uji Benedict merupakan salah satu penerapan dari prinsip uji reduksi. Sebenarnya masih banyak uji lain yang menerapkan prinsip uji reduksi seperti uji Fehling dan Uji Tollens (pembentukan endapan cermin perak). Uji Fehling menggunakan 2 jenis perekasi yang terdiri dari larutan Fehling A (mengandung larutan CuSO 4) dan larutan Fehling B yang mengandung NaOH dan K-Na-tartrat). Perekasi Fehling mampu berperan sebagai oksidator seperti pereaksi pada tabung 4 di percobaan 1.2 diatas. Kelemahan pereaksi Fehling ialah suasana alkalis kuat dari larutan NaOH menyebabkan pereaksi ini sulit membedakan warna yang dihasilkan oleh keberadaan gula pereduksi dalam suatu larutan. Sedangkan uji Tollens kurang populer, karena 7

kurang praktis, selain itu uji Tollens agak berbahaya karena bisa memnyebabkan letupan jika kurang hati-hati melakukannya. Dalam aplikasi di klinik, uji Benedict lebih disukai, karena bisa memberi hasil warna yang beragam, tergantung konsentrasi larutan monosakarida yang diuji. Dalam klinik, hasil beragam ini dikatakan bersifat semi kuantitatif, karena tingkatan warna yang dihasilkan mulai dari hijau (+), kuning (++), oranye (+++) hingga merah bata (++++). Sifat demikian disebabkan oleh peranan natrium sitrat sebagai kelator ion kupri dalam suasana alkalis lemah. Alat-alat : Alat penangas air/water bath Pipet tetes. Bahan-bahan : a. Pereaksi : larutan Benedict. b. Percobaan : glukosa 0,1 M, sukrosa 0,1 M, fruktosa, 0,1 M dan amilum/larutan kanji 1%. Masukkan 2,5 ml larutan Benedict ke dalam tabung reaksi. Tambahkan 4 tetes larutan yang akan diperiksa. Campur dan didihkan selama 2 menit atau masukkan ke dalam penangas air mendidih selama 5 menit, dinginkan perlahan-lahan. Perhatikan apakah ada endapan dan bagaimana warnanya?. Endapan berwarna hijau, kuning atau merah menandakan reaksi positif. Perubahan warna larutan saja tidak berarti reaksi positif, tapi harus tampak warna minimal hijau sampai merah bata. 2.4 Test Seliwanoff. Teori : Pada umumnya reaksi ini spesifik untuk ketosa. Dasarnya adalah pembentukan 4 hidroksi methyl furfural yang bereaksi dengan resolsinol (1,3-hidroksi benzene), membentuk suatu senyawa berwarna merah. Glukosa dapat memberi warna merah muda akibat pemanasan terlalu lama. Alat-alat : Alat pemanas (kompor listrik) atau penangas air Pipet tetes. 8

Bahan-bahan : a. Pereaksi : larutan Seliwanoff b. Percobaan : larutan glukosa, larutan fruktosa, larutan sukrosa. Masukkan 0,5 ml larutan yang akan diperiksa ke dalam tabung reaksi. Tambahkan 5 ml pereaksi Seliwanoff, campur dan didihkan selama 30 detik tepat atau panaskan di penangas air mendidih selama 60 detik. Perhatikan warna yang terjadi. 2.5 Fermentasi/Peragian Teori : Dengan suatu enzim tertentu seperti amylase, karbohidrat dapat dipecah menjadi bagian-bagian yang lebih sederhana. Enzim zimase (pada ragi / khamir) menyebabkan glukosa dipecah menjadi akohol dan gas CO 2. Alat-alat : - Mortar (lumpang) Tabung fermentasi/tabung peragian Beaker gelas serta pengaduk gelas. Bahan-bahan : a. Pereaksi : Ragi/yeast. b. Percobaan : Larutan glukosa Larutan laktosa. Haluskanlah dalam sebuah mortar (lumpang) kira-kira 2 gram ragi roti (yeast) dengan 20 ml larutan karbohidrat percobaan sehingga didapat suspensi rata. Pindahkan ke dalam tabung peragian dan balikkan tabung tersebut begitu rupa sehingga ujung yang tertutup terisi penuh dengan cairan. Kembalikan tabung pada kedudukan semula dengan ujung yang tertutup tetap penuh terisi. Setelah 1,5 jam hasil peragian dapat diperiksa. Gas yang terbentuk akan berkumpul pada ujung yang tertutup. Apabila telah ada gas yang terbentuk, maka untuk membuktikan bahwa gas itu CO 2, kedalam tabung ditambahkan larutan NaOH 10 %, sampai memenuhi ujung tabung yang terbuka. Tutup ujung tabung yang terbuka dengan ujung jari dan sambil dibolak-balik beberapa kali. Perhatikan apakah ada penyedotan pada ibu jari? Mengapa demikian? 2.6 Hidrolisis Sukrosa 9

Teori : Hidrolisis karbohidrat dapat dilakukan dengan enzim atau dengan asam kuat. Hidrolisis dengan asam kuat prosesnya lebih lambat daripada enzimatik. Alat-alat : Beaker gelas Alat pemanas atau penangas air Pipet tetes. Bahan-bahan : a. Pereaksi : HCl pekat Reagent Benedict Reagent Seliwanoff b. Percobaan : Larutan 0,1 M sukrosa 25 ml larutan 0,1 M sukrosa dimasukkan ke dalam beaker gelas 100 ml. Tambahkan 1 ml HCl pekat dan panaskan pada penangas air mendidih selama 45 menit. Dinginkan dan netralkan dengan NaOH 10 % (tambahkan tetes demi tetes NaOH 10% sampai memberikan warna merah muda pada indiktor Phenolphtalein atau warna netral pada ketas lakmus), lalu stelah netral betul larutan tadi diencerkan sampai volumenya menjadi 50 ml. Periksalah larutan tadi dengan test Benedict dan test Seliwanoff. Uji mana yang bias diandalkan?? Uji Benedict atau seliwanoff. 2.7 Test Yodium Teori : Pada umumnya polisakarida dengan larutan yodium akan membentuk ikatan yang berwarna. Misalnya zat pati ditambahkan larutan yodium akan membentuk ikatan yod-amilum berwarna biru. Alat-alat : Piring gelas atau cawan porselin. Pipet tetes. Bahan-bahan : a. Pereaksi : Larutan yodium b. Percobaan : Larutan pati, agar-agar, gum arabic, dan dextrin. 10

Letakkan sejumlah kecil (beberapa ml) larutan pati pada suatu piring gelas.tambahkan setetes larutan yodium encer dan kemudian perhatikan warna yang terbentuk! Panaskan larutan pati yang telah ditambahkan larutan yodium tadi, perhatikan adakah perubahan warnanya?? Setelah itu dinginkan kembali dengn cara merendamnya dalam air dingin (air es jika perlu). Perhatikan perubahan warnanya. Pengaruh larutan Na 2s 2O 3 Larutan tiosulfat (Na 2s 2O 3) mampu mereduksi yodium menjadi ion yodium yang bermuatan negatif. Prosedur : kedalam 3 ml larutan pati masukkan beberapa tetes larutan yodium, perhatikan warnanya! Kemudian, panaskan larutan pati tersebut seperti pada percobaan di atas. Kemudian tambahkan 3 ml larutan tiosulfat, lalu dinginkan seperti pada percobaan di atas. Perhatikan apa yang terjadi dan jelaskan. SKEMA IDENTIFIKASI BEBERAPA KARBOHIDRAT 11

PRAKTIKUM III : PROTEIN Pengantar : Protein memperlihatkan berbagai reaksi kimia beragam, dimana reaksi-reaksi tersebut bisa berguna untuk mengidentifikasi keberadaannya. Beberapa jenis reaksi tersebut akan dipraktekkan di bawah ini agar bisa lebih jelas lagi. Protein tersebar luas di berbagai jaringan mahluk hidup. Meskipun uji-uji yang dilakukan di praktikum ini sudah tertinggal dengan uji-uji yang lebih canggih, namun sifat ini masih diakui sebagai sifat klasik dari protein. 3.1 Reaksi Ninhidrin Prinsip : 12

Reaksi ini spesifik untuk mendeteksi keberadaan asam amino, semua asam alfa amino bereaksi dengan Ninhidrin (triketohidrindehidrat) membentuk aldehida dengan satu atom C lebih rendah dan melepaskan NH 3 dan CO 2. Disamping itu terbentuk kompleks berwarna biru (prolin dan hidroksiprolin) : kuning yang diduga disebabkan oleh 2 molekul ninhidrin yang bereaksi dengan NH 3 setelah asam amino tersebut dioksidasi. Garam-garam amonium amina, kebanyakan peptida dan protein bereaksi sama tanpa melepaskan CO 2 dan NH 3. Alat-alat : Pipet tetes Penangas air/water bath Penjepit tabung Bahan-bahan : a. Pereaksi : Larutan Ninhidrin 0,1 % b. Percobaan : Larutan albumin 2 % Isilah sebuah tabung reaksi dengan 2 ml larutan albumin 2 % kira-kira (ph 7) dan tambahkan beberapa tetes larutan ninhidrin 0,1 %. Letakkan pada penangas air mendidih selama 10 menit. Perhatikan warna biru yang terbentuk. Untuk mendapat hasil yang lebih baik, larutan yang dipakai harus bersifat netral yaitu dengan sedikit basa encer pada larutan protein. Ulangi percobaan ini dengan larutan amonium sulfat, casein dan pepton. 3.2 Reaksi Biuret. Prinsip : Reaksi ini merupakan reaksi umum terhadap protein. Warna yang timbul/terbentuk diduga berasal dari kompleks koordinasi antara ion Cu 2+ dengan gugus CO dan NH ikatan peptida dalam larutan alkalis. Alat-alat : Pipet tetes Campurlah 2 ml larutan albumin 2 % dengan 2 ml NaOH 10 % dan tambahkan setetes larutan CuSO 4 0,1 (hingga maksimum 10 tetes). Ulangi test ini terhadap larutan kasein dan pepton. 13

Isilah sebuah tabung reaksi dengan sdikit urea, panaskan di atas api kecil sehingga zat tersebut mencair dan terbentuk gelembung-gelembung gas (hati-hati jangan sampai terbentuk arang). Perhatikan bau gas yang terbentuk. Larutkan isi tabung tersebut dengan air dan lakukan test Biuret seperti pada (I). Tulislah reaksi pembentukan Biuret dari urea! 3.3 Daya larut albumin. Prinsip : Albumin tergolong protein sederhana yang mudah larut dalam air. Alat-alat : Pipet Bahan-bahan : a. Pereaksi : NaOH 10 % Na-karbonat 0,5 % HCl 0,2 % Ke dalam 4 buah tabung reaksi yang masing-masing berisi larutan albumin 2 % (kira-kira 3 ml). Tabung pertama tambahkan 3 ml air/aquadest. Tabung kedua tambahkan NaOH 10 %. Tabung ketiga tambahkan Na-karbonat 0,5 %. Tabung keempat tambahkan HCl 0,2 %. Perhatikanlah, apakah terbentuk presipitasi? 3.4 Reaksi Xanthoprotein. Prinsip : Reaksi ini berdasarkan nitrasi inti benzen yang terdapat di dalam molekul protein (tirosin, fenil alanin, triptofan). Senyawa nitro yang terbentuk ini berwarna kuning dan dalam lingkungan alkalis ia terionisasi dengan bebas dan warnanya lebih tua. Alat-alat : tabung reaksi alat penjepit tabung alat pemanas pipet tetes Bahan-bahan : a. Pereaksi : larutan HNO 3 14

larutan NaOH pekat atau larutan Na 4OH pekat b. Percobaan : larutan albumin larutan fenol Campurkanlah 2 ml larutan albumin 2% dengan 1 ml HNO 3 pekat. Perhatikan terbentuknya endapan berwarna putih. Panaskan hati-hati endapan akan larut kembali dan larutan akan berubah menjadi kuning. Dinginkan di bawah air kran dan dengan hati-hati (tetes demi tetes) tambahkan larutan NaOH pekat atau NH 4OH pekat dan perhatikan apa yang terjadi? 3.5 Test Heller Prinsip : Reaksi asam nitrat dengan protein merupakan dasar dari test Heller. Alat-alat : Pipet tetes Bahan-bahan : a. Pereaksi : Asam nitrat (HNO 3) pekat b. Percobaan : Larutan albumin 2 % Larutan albumin encer Isilah sebuah tabung reaksi dengan 2 ml asam nitrat pekat lalu tambahkan dengan hatihati larutan albumin sehingga keduanya tidak bercampur. Pada kedua perbatasan cairan terbentuk presipitasi / endapan berwarna putih. Ujilah kepekaan test ini dengan memakai larutan albumin yangg lebih encer kira-kira 50 kali dari kepekatan larutan semula. Test ini tidak spesifik terhadap protein tetapi cukup sensitif dan bila hasilnya positif (misalnya dalam pemeriksaan urine) merupakan indikasi untuk pemeriksaan lebih lanjut terutama untuk memantau fungsi organ ginjal. 3.6 Pengaruh Logam Berat Prinsip : 15

Reaksi logam berat terhadap protein akan membentuk endapan (presipitasi). Alat-alat : Pipet tetes Bahan-bahan ; a. Pereaksi : Larutan CuSO 4 2 % Larutan Pb. Asetat 2 % Larutan FeCl 3 2 % Larutan HgCl 2 % b. Percobaan : Larutan albumin 2 % Isilah 4 buah tabung reaksi dengan 5 ml larutan albumin 2 % (kira-kira ph 7,0). Pada tabung pertama tambahkan larutan CuSO 4 2 % tetes demi tetes dan perhatikan pengaruh tetesan. Penambahan pereaksi harus dilakukan berangsur-angsur agar membentuk endapan yang larut kembali dengan kelebihan pereaksi dapat terlihat. Ulangi percobaan ini terhadap penambahan Pb. Asetat 2 %, FeCl 3 2 %, dan HgCl 2 %. 3.7 Presipitasi oleh Berbagai Pereaksi Prinsip : Protein peka terhadap beberapa pereaksi organik tertentu. Beberapa pereaksi yang terdiri dari senyawa organik seperti peraksi alkaloid bisa mengendapkan protein. Sediakan 6 buah tabung reaksi, masing-masing berisi 5 ml larutan albumin 2 %. Tambahkan pada masing-masing tabung tetes demi tetes sambil mengocoknya setiap kali, larutan-larutan sebagai berikut : 1. Asam pikrat jenuh. 2. Asam Trichloroasetat 10 %. 3. Asam Sulfosalisilat 10 %. 4. Asam Fosfotungstat (asamkan dengan asam asetat 2 % sebanyak 2 5 tetes). 5. Asam Tannat (tambahkan asam asetat 2 %, 2 5 tetes). 6. Asam Fosfomolybdat (asamkan dengan asam asetat 2 %, 2 5 tetes). 16

Perhatikan pengaruh setiap penambahan asam tiap tetesan. Lakukanlah penambahan tersebut sehingga tercapai kelebihan pereaksi. Perubahan apa yang terjadi?. 3.8 Pengaruh Alkohol terhadap Protein Campurkanlah 1 ml larutan albumin 2 % dengan 5 ml alkohol 95 %. Apakah terbentuk presipitasi? Apakah endapan tersebut larut dalam air? Ulangi percobaan ini dengan larutan pepton 2 % dan gelatin 2 %. 3.9 Pengaruh Asam-asam Mineral Kuat Prinsip : Protein dengan asam-asam kuat akan membentuk endapan (presipitasi) yang umumnya irreversibel. Alat-alat : Kertas saring Pipet tetes Alat pemanas Bahan-bahan : a. Pereaksi : Asam khlorida (HCl) pekat Asam sufat (H 2SO 4) pekat Asam nitrat (HNO 3) pekat b. Percobaan : Larutan albumin 2% Pada 5 ml larutan albumin 2 % yangg telah disaring, tambahkan beberapa tetes HCl pekat. Apakah terbentuk presipitasi? Tambahkanlah HCl tetes demi tetes dan perhatikan apakah endapan yang terbentuk larut kembali dengan kelebihan asam? Bagilah menjadi 2 bagian isi tabung tersebut! Panaskan bagian pertama pada penangas air sedangkan bagian kedua simpan pada suhu kamar sampai praktikum berikutnya. Perubahan apa yang terjadi pada kedua tabung tersebut? Ulangi percobaan ini dengan memakai H 2SO 4 dan HNO 3. 17