A. WAKTU BEKU DARAH Tujuan Praktikum Menentukan waktu beku darah (waktu koagulasi darah) dari seekor hewan/manusia. Prinsip Darah yang keluar dari pembuluh darah akan berubah sifatnya, ialah dari sifat cair menjadi padat (fibrinogen menjadi fibrin). Waktu yang diperlukan untuk perubahan ini disebut waktu beku darah = waktu koagulasi darah. Ada cara-cara yang cepat untuk menentukan WAKTU BEKU DARAH. Cara 1: Bahan dan Alat - Gelas arloji berlapis parafin - Jarum pentul - Alat pencatat waktu (stopwatch atau arloji tangan) - Alat penusuk: lanset yang steril - Alkohol 70% - Kapas - Gunting (kalau perlu) Tata kerja - Bersihkan bulu di tempat pengambilan darah dengan gunting, kemudian dengan kapas beralkohol, dan keringkan. - Tusuk daun telinga dengan lanset yang steril, dan catatlah waktu pada saat darah keluar dari pembuluh darah (luka). - 1-2 tetes darah dengan cepat pindahkan ke dalam gelas arloji yang berlapis parafin. - Dengan menggunakan kepala jarum pentul, tusuklah ke dalam darah dan angkatlah. Lakukan demikian setiap setengah menit, sampai ada benang fibrin terlihat, dan catat lagi waktunya. - Waktu dari mulai darah keluar dari pembuluh darah (luka) sampai terbentuk benang fibrin disebut waktu beku darah.
Cara 2: Bahan dan alat - Pipa kapiler dari gelas tanpa heparin - Lanset yang steril - Alkohol 70% - Kapas - Gunting (kalau perlu) Tata Kerja - Bersihkan bulu di tempat pengambilan darah, kemudian dengan kapas beralkhohol, keringkan. - Tusuk pembuluh darah dengan lanset steril, dan catatlah waktu saat darah keluar dari pembuluh darah (luka). - Tempelkan pipa kapiler gelas pada darah (jangan menempel pada lukanya), dan biarkan darah mengalir sendiri ke dalam pipa kapiler sampai + 4/5 panjang pipa. - Tunggu 2 menit, dan patahkan + 1/10 bagian dari panjang pipa yang berisi darah tadi. - Lakukan kemudian hal yang sama setiap 1/2 menit sampai keluar benang fibrin, dan catat lagi waktunya. - Wakti dari saat pencatatan waktu yang pertama, sampai pencatatan waktu kedua, ialah sampai terlihat benang fibrin adalah waktu beku darah. Lembar Kerja Hasil Pengamatan: Pertanyaan a. Apa guna gelas arloji dilapisi parafin? b. Mengapa harus digunakan pipa kapiler gelas tanpa heparin? c. Kapan diperlukan pemeriksaan waktu beku darah ini? d. Terangkan teori mekanisme pembekuan darah dengan singkat!
B. LAJU ENDAP DARAH (LED) Tujuan Praktikum Menentukan Laju Endap Darah/Laju Endap Eritrosit dengan menggunakan pipet atau tabung Westergren. Dasar Teori Laju Endap Darah (LED) atau Blood Sedimentation Rate (BSR), seringkali disebut juga Erythrocyte Sedimentation Rate (ESR) = Laju Endap Eritrosit (LEE). Prinsip Darah yang dicampurkan dengan antikoagulan bila dibiarkan dalam pipet/tabung Westergren, butir-butir darahnya akan mengendap. Laju Endap Darah ditentukan dengan membaca batas penurunan permukaan eritrosit yang mengendap pada skala pipet, dalam waktu tertentu (1 jam). Bahan dan Alat Pipet/tabung Westergren yang berskala 0-100 mm dengan raknya. Tata Kerja - Darah dicampur dengan antikoagulan (Na sitrat) dengan perbandingan 4 : 1. - Pipet/tabung Westergren diisi dengan campuran darah dengan antikoagulan sampai skala 0 atau 100 mm. - Tempatkan tegak lurus di rak. - Biarkan selama 1 jam pada suhu kamar. - Baca pada skala pipet, batas penurunan permukaan eritrosit yang mengendap (dalam mm) Lembar Kerja Hasil Pengamatan LED: Pertanyaan 1. Dalam keadaan apa pemeriksaan ini dilakukan? Jelaskan dengan singkat! 2. Faktor apa saja yang mempengaruhi LED?
3. Menurut literatur, dalam keadaan normal, diantara hewan-hewan anjing, sapi, kambing dan kuda, hewan yang mana mempunyai LED yang tercepat? dan yang sangat lambat? C. SEDIAAN APUS DARAH TEPI DAN DIFRENSIASI BDP Tujuan Praktikum 1. Mempelajari membuat sediaan apus darah 2. Mengamati berbagai macam bentuk butir-butir darah yang terdapat pada preparat darah perifer. 3. Menghitung % jenis-jenis BDP (lekosit) pada sediaan ulas darah perifer. Prinsip Sediaan ulas darah diwarnai dengan zat warna campuran asam dan basa (Giemsa, Wright, Hematoksilin eosin dan sebagainya) akan menyebabkan komponen-komponen asam dari sel darah berwarna biru atau biru keungu-unguan, dan komponen basa dari sel berwarna merah. Dengan menggunakan mikroskop, berbagai bentuk butir-butir darah dapat diamati dan di pelajari, juga % jenis-jenis butir darah putih dapat dihitung.
Bahan dan alat - Gelas objek 2 buah - Bak pewarna, pipet tetes. - Mikroskop (obj;10x ;ok. 10x)
- Zat warna Giemsa atau Wright - Metil alkohol (jika memakai zat warna Giemsa) - Minyak imersi, xylol - Alkohol 70%, kapas, jarum tusuk - Buffer fosfat Ph 6.4-6.7 Tata kerja 1. TEKHNIK MEMBUAT SEDIAAN APUS DARAH - Dua buah gelas objek disiapkan dalam keadaan bersih - Setelah darah ditempatkan 2 cm dari ujung sebuah gelas objek (sebelah kanan) - Pegang bagian ujung lain gelas objek tersebut pada kedua sudutnya (sebelah kiri) dengan ibu jari dan telunjuk tangan kiri (atau letakkan saja gelas objek diatas meja yang rata). Dengan tangan kanan, pegang gelas objek lainnya (ibu jari dan keempat jari tangan kanan memegang pinggir-pinggir gelas objek) dan letakan bagian ujung depan gelas objek ini pada gelas objek yang tadi (pertama), sehingga membentuk sudut 30 o di depan setetes darah tadi. - Gerakan gelas objek yang ditangan kanan kebelakang (sudut tetap 30 o ) sampai menyinggung tetesan darah tadi, sehingga darah menyebar sepanjang sudut antara kedua gelas objek. - Segera setelah darah menyebar, dengan hati-hati, tanpa mengangkat gelas objek, dan sudut tetap 30 o, gelas objek ditangan kanan didorong kedepan, maka terbentuk sediaan apus yang tipis. Besarnya sudut antara kedua gelas objek menentukan ketebalan sediaan apus. Makin besar sudut, makin tebal sediaan apusnya. - Sediaan apus dikeringkan, kemudian diwarnai. Gambar 30. Cara memegang gelas objek untuk membuat sediaan ulas darah. 2. TEKHNIK MEWARNAI SEDIAAN APUS DARAH.
Pewarnaan dengan zat warna GIEMSA : - Sediaan apus darah yang sudah dikeringkan di udara, dimasukan ke dalam metil alkohol (cairan fiksasi) selama 5menit. - Angkat, keringkan, kemudian dimasukkan ke dalam larutan zat warna Giemsa, biarkan selam 30 menit. - Angkat preparat, dan cuci kelebihan zat warna dengan menggunakan air keran yang mengalir. - Keringkan di udara, atau menggunakan kertas isap (preparat diletakan diantara dua lembar kertas isap dan perlahan-lahan ditekan-tekan. Pewarnaan dengan zat warna Wright. - Letakkan horizontal sediaan apus darah (yang sudah dikeringkan) pada bak pewarna. - Tetesi seluruh permukaan apusan darah dengan larutan zat warna Wright sebanyak 10-15 tetes, dan biarkan selama 1menit. - Tambahkan larutan buffer fosfat sebanyak zat warna yang dipakai tadi pada seluruh permukaan preparat (tanpa membuang zat warna). Usahakan agar larutan buffer bercampur dengan larutan zat warna. - Biarkan sampai terbentuk lapisan hijau metalik (mengkilat) pada permukaan preparat 4 menit. - Buang cairan, dan cuci preparat dengan aquadest, atau di bawah air keran yang mengalir. - Keringkan di udara atau dengan kertas isap. - Periksa di bawah mikroskop untuk melihat apakah cukup baik pewarnaanya. Bila tidak cukup, dapat diwarnai lagi. 3. CARA MEMERIKSA SEDIAAN APUS, IDENTIFIKASI MACAM BUTIR-BUTIR DARAH DAN HITUNG % JENIS-JENIS LEUKOSIT. - Siapkan mikroskop dengan obyektif 100x dan okuler 10x - Periksa seluruh permukaan preparat, preparat yang baik akan menunjukkan warna kontras merah, biru keunguan, dan biru tua, misalnya: a. Eritrosit berwarna merah. b. Inti lekosit berwarna ungu tua atau biru tua.
c. Granula di dalam sitoplasma granulosit ada yang berwarna merah, biru atau netral (antara merah dan biru) d. Trombosit berwarna kebiru-biruan Pengamatan butir-butir darah pada sediaan apus. - Tetesi preparat dengan minyak emersi (obj : 100x;ok : 10x) - ERITROSIT: Bentuk; Besar dan Warna, sama atau tidak - RETIKULOSIT (kadang-kadang terlihat) - TROMBOSIT - LEUKOSIT : A. GRANULOSIT : 1. EOSINOFIL : Granula merah, besar-besar 2. BASOFIL : Granula biru tua, besar-besar 3. NEUTROFIL : Granula netral, halus Bentuk muda : Inti berbentuk batang Bentuk tua : Inti berbentuk segmen B. AGRANULOSIT : - LIMFOSIT : Inti bulat, biru tua, sitoplasma sedikit, biru muda. - MONOSIT : Inti berlekuk, biru tua, stoplasma banyak, biru muda. Lembaran kerja : Hasil pengamatan butir-butir darah yang terdapat pada preparat (nama dan gambaran/deskripsi) : 4. CARA MENGHITUNG % JENIS-JENIS BDP (DIFERENTIAL LEUCOYTE COUNT) - Setelah bentuk jenis-jenis BDP diamati/dipelajari, hitunglah % masing-masing jenis pada preparat ulas darah tersebut. - Agar butir darah yang telah dihitung tidak terulang lagi, dilakukan cara menghitung seperti yang terdapat pada gambar di bawah ini.
- Bila telah selesai bekerja, bersihkan mikroskop sebelum dikembalikan/disimpan dengan lap yang bersih dan halus. Bila menggunakan minyak imersi, bersihkan dengan menggunakan xylol. Lembaran kerja HASIL : %jenis-jenis BDP : Neutrofil : berinti batang : = % Neutrofil : berinti segmen : = % Eosinofil : = % Basofil : = % Limfosit besar : = % Limfosit kecil : = % Monosit : = % Jumlah butir = % Pertanyaan 1. Sebutkan perbedaan bentuk BDM antara manusia, kambing, katak, dan ikan. 2. Di antara jenis-jenis BDP, terdapat perbedaan bentuk BDP, kelinci dan ayam yang nyata. Jelaskan perbedaan tersebut. 3. Dalam keadaan apa % eosinofil di dalam darah meningkat? D. MENGHITUNG BDM/BDP UNGGAS - Pipet yang digunakan pipet eritrosit. - Larutan : BCB 0.3 %
- Daerah yang dihitung untuk BDM = 5 daerah R - BDP daerah yang dihitung = 4 daerah W di tambah 1 kotak besar ditengah.